Emblème du ministère de l’Enseignement supérieur et de la Recherche scientifiqueRépublique Algérienne Démocratique et Populaire · Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique

Biologie moléculaire

Comprendre les mécanismes moléculaires du vivant.

DiplômeIngénieur d’État
DuréeSecond cycle · trois ans

La biologie moléculaire étudie les mécanismes du vivant à l’échelle de l’ADN, de l’ARN et des protéines. La formation articule connaissances fondamentales, outils d’analyse et interprétation des données pour aborder la génomique et les biotechnologies moléculaires.

Séance de travaux pratiques dans les laboratoires de l’ESSBO
Apprendre par la pratique à l’ESSBO
01

Responsable de spécialité

Dr Fella Abdous

02

Département

Département du Second Cycle

03

Objectifs de la formation

Comprendre et exploiter les propriétés des acides nucléiques, des protéines et des métabolites. Relier génétique, génomique et biochimie pour analyser les molécules biologiques, développer des outils de recherche et aborder la production de biomolécules d’intérêt.

04

Disciplines et enseignements

Biologie moléculaire, génétique, génomique, génie génétique et bioinformatique ; biochimie, microbiologie, immunologie et enzymologie. Les ateliers développent l’analyse des molécules, la conduite de projets et l’interprétation scientifique des résultats.

05

Compétences développées

Extraire, purifier et caractériser les molécules biologiques ; analyser des séquences et des données génomiques ; mobiliser les outils du diagnostic moléculaire. Concevoir une démarche expérimentale, interpréter les résultats et communiquer un travail scientifique en français ou en anglais.

06

Domaines d’application

Génomique, diagnostic moléculaire, génie génétique, analyse de séquences et biotechnologies moléculaires.

07

Organisation et pratique

Travaux pratiques, ateliers, mini-projets, études de cas, stages et projet de fin d’études. La gestion de projet et la communication scientifique complètent les compétences techniques.

08

Stages

Stages en laboratoire de recherche ou en entreprise.

09

Projet de fin d’études

Projet mobilisant les acquis scientifiques et pratiques.

10

Perspectives professionnelles

Recherche, diagnostic moléculaire, analyse génomique et biotechnologies.

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Doctorat et recherche

La formation prépare à la recherche et à une candidature en doctorat selon les conditions d’accès et les offres ouvertes. À l’ESSBO, les formations doctorales en Biotechnologie et Santé et en Biotechnologie Microbienne prolongent l’environnement scientifique des sciences biologiques.

Maquette pédagogique · 2026

Votre parcours, semestre par semestre

47 matières affichées

Semestre 19 matières
  1. Biologie Moléculaire 1
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 70h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Biologie Moléculaire 1

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    En biologie cellulaire, en biochimie et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Les étudiants devraient être capables d'acquérir des connaissances de base sur la structure et les propriétés des acides nucléiques et comprendre l’organisation des génomes et des gènes chez les procaryotes et les eucaryotes. L’objectif de cette matière est aussi d'apprendre les divers événements moléculaires impliqués dans la réplication et la transcription de l’ADN, ainsi que la traduction de l’ARN messager. Les mécanismes par lesquels l'ADN pourrait être endommagé et réparé y seront également détaillés.

    Les étudiants seront également sensibilisés à l’intégration de l’intelligence artificielle (IA) en biologie moléculaire, afin de développer des compétences en analyse de données biologiques et encourager une approche interdisciplinaire innovante.

    Programme

    Contenu de la matière :

    Introduction à la biologie moléculaire

    Définition

    Historique

    Dogme central de la biologie moléculaire

    Structure des acides nucléiques

    1. Les composants chimiques des acides nucléiques

    1.1. Les bases azotées

    1.2. Les pentoses

    1.3. Le groupement phosphate

    2. Nucléosides, nucléotides

    2.1. Liaison N-glycosidique et les différents nucléosides générés

    2.2. Liaison phosphoester

    2.3. Liaison pyrophosphate

    2.4. Nomenclature

    3. Polymérisation des nucléotides

    3.1. Liaison phosphodiester et formation des polymères nucléotidiques

    3.2. Conventions d’écriture

    4. L’acide désoxyribonucléique (ADN)

    4.1. Structure de l’ADN

    4.2. Caractéristiques de la double hélice

    4.3. Propriétés physico-chimiques de l’ADN

    4.4. Structure tridimensionnelle (compaction), suprastructure.

    5. Les acides ribonucléiques (ARN)

    5.1. Structure et caractéristiques acides ribonucléiques

    5.2. Les différents types d’acides ribonucléiques : synthèse et fonction

    6. Manipulation des acides nucléiques

    Exonucléases, endonucléases de restriction.

    Organisation des génomes et des gènes

    Définitions

    Organisation des génomes

    2. 1 Contenu des génomes

    2. 2 Variabilité des génomes

    2. 3 Ressemblance entre génomes

    2. 4 Génome des procaryotes

    ADN chromosomique

    ADN extrachromosomique : les plasmides

    2. 5 Génome des eucaryotes

    Hétérogénéité des séquences d’ADN

    ADN hautement répété

    ADN moyennement répété

    ADN non répété

    ADN mitochondrial

    2. 6 Plasticité des génomes et éléments transposables

    Organisation des gènes

    3. 1 Chez les procaryotes

    3. 2 Chez les eucaryotes

    3. 3 Différents types de gènes

    Gènes à copie unique ; gènes de structure, gènes de régulation, pseudogènes et gènes de ménage.

    Familles et superfamilles de gènes (homologues, paralogues, orthologues, xénologues)

    Réplication de l’ADN

    Généralités

    Lois fondamentales de la réplication

    2. 1. Réplication semi-conservative

    2. 2. Origine de réplication

    2. 3. Réplication bidirectionnelle

    2. 4. Polymérisation unidirectionnelle

    2. 5. Réplication semi-discontinue

    2. 6. Amorce d’ARN (primer)

    Les enzymes de la réplication

    3. 1. Les hélicases

    3. 2. Les topoisomérases

    3. 3. La primase

    3. 4. Les ADN polymérases

    3. 5. L’ADN ligase

    Les protéines de la réplication

    La réplication chez les procaryotes

    5. 1. Les différentes protéines mise en jeu

    5. 2. Origines et terminaisons chez E-Coli

    5. 3. Les étapes de la réplication procaryote

    5. 4. Régulation de la réplication chez E-Coli

    La réplication chez les eucaryotes

    6. 1. Les ADN polymérases eucaryotes

    6. 2. Les télomères et les télomérases

    Histones et réplication

    La réplication du matériel génétique des rétrovirus

    Variations et maintenance du matériel génétique

    Introduction

    Lésions de l’ADN

    Lésions endogènes

    Erreurs de réplication

    Tautomérisation

    Dépurinations et dépyrimidations

    Désaminations

    Erreurs de méthylations

    Lésions provoquées par des agents exogènes

    Les lésions dues à des mutagènes physiques

    Les lésions dues à des mutagènes chimiques

    Prévention

    Réponses cellulaires aux lésions de l’ADN

    Réparation de l’ADN

    Réparation immédiate

    Réparation durant la réplication

    Inversion directe photolyases

    Inversion directe par alkyl transférases

    Réparation secondaire

    Réparation par excision de base (BER)

    Réparation par excision de nucléotide (NER)

    Réparation des mésappariements

    Réparation des cassures par la recombinaison

    Système SOS chez E. coli

    Déficience de systèmes de réparation (quelques exemples)

    Variations génétiques

    Types de mutations ponctuelles

    Selon la nature de la mutation

    Mutation par substitution ; Mutation par délétion ; Mutation par addition

    Selon la conséquence de la mutation

    Mutation faux sens ; Mutation non-sens ; Mutation silencieuse ; Mutation Frameshift

    Transcription de l’ADN

    Généralités

    L’unité de transcription

    Notion de brin matrice et brin codant

    Transcription chez les procaryotes

    Initiation

    Elongation

    Terminaison

    Terminaison rho-dépendante

    Terminaison rho-indépendante

    Maturation des transcrits primaires

    Transcription chez les eucaryotes

    Différence dans la transcription eucaryote

    Les ARN-polymérases eucaryotes

    Complexe protéique nécessaire à la transcription

    Promoteurs eucaryotes

    Initiation

    Elongation

    Terminaison

    Maturation post-transcriptionnelle de l’ARNm chez les eucaryotes

    Le coiffage

    La poly-adénylation

    Epissage

    Traduction

    Le code génétique

    Les acteurs de la traduction

    2.1. Les ribosomes (synthèse, structure et fonction)

    2.2. Les ARNt (structure et rôle) et les aminoacyl-ARNt synthétases

    Structure des ARNt et ARNt iso-accepteur

    Chargement de l’acide aminé sur l’ARNt

    Les différentes étapes de la traduction procaryote

    3.1. Initiation

    3.2. Elongation

    a. Réaction de couplage

    b. Formation de la liaison peptidique et libération du premier ARNt

    c. Translocation

    3.3. Terminaison

    Les spécificités de la traduction eucaryote

    Modifications post-traductionnelles

    Définitions et exemples

    La phosphorylation

    L’acétylation et la méthylation des histones

    Acétylation de p53

    Introduction aux applications de l’intelligence artificielle (IA) en biologie moléculaire

    Définition de l’IA et concepts clés (algorithmes, machine learning, deep learning)

    Introduction aux bases de données biologiques (NCBI, Ensembl, UniProt)

    Introduction aux outils : BLAST, Clustal Omega, AlphaFold

    Introduction à l’utilisation de l’IA pour l’analyse des séquences ADN/ARN : alignement multiple, prédiction des structures secondaires

    Introduction aux outils informatiques et d’IA utilisés pour l’annotation automatique des génomes (ex. : DeepGene, GeneMark)

    IA pour la prédiction des promoteurs et d’épissage alternatif

    Modélisation des structures protéiques, prédiction des sites actifs, simulation de la traduction.

    Travaux dirigés :

    Fiche TD 01 : Structure des acides nucléiques

    Fiche TD 02 : Organisation des génomes et des gènes

    Fiche TD 03 : Réplication de l’ADN

    Fiche TD 04 : Variations et maintenance du matériel génétique

    Fiche TD 05 : Transcription de l’ADN

    Fiche TD 06 : Traduction de l’ARN messager

    Fiche TD 07 : Applications de l’IA en biologie moléculaire :

    Introduction aux bases de données biologiques, aux outils bioinformatiques et à l’IA (BLAST, Ensembl, AlphaFold)

    Classer des séquences par similarité

    Utiliser un outil simple d’alignement avec IA

    Démonstration de base d’un algorithme d’apprentissage supervisé (ex : arbre de décision pour classer des mutations comme bénignes ou pathogènes)

    Prédiction de structure d’ARN et de protéine avec outils IA accessibles en ligne

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  2. Génie Microbiologique
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Génie Microbiologique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Microbiologie, Biochimie, Génétique, chimie.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette unité permet d’étudier les divers domaines de la microbiologie et de le bioingeneering. Utilisation de bioréacteurs en mode continu et discontinu avec divers microorganismes procaryotes et eucaryotes. Production, extraction et application de métabolites microbiens. Analyse des divers paramètres lors de la fermentation microbienne.

    Programme

    Contenu de la matière

    Première partie : métabolisme microbien et cinétique microbienne

    Chapitre 1 : Milieux de culture et échange avec la cellule

    Conditions de croissance

    Accessibilité des substrats

    Chapitre 2 : Etude cinétique de la croissance microbienne

    Bilan chimique

    Le phénomène biologique

    Modélisation

    Chapitre 3 : Etude cinétique de la production de métabolites

    Bilan chimique

    Le phénomène biochimique

    Modélisation

    Optimisation

    Deuxième partie : bio-ingénierie

    Chapitre 1 : bases microbiologiques de la conception du bioréacteur
    Chapitre 2 : les transferts en fermentation

    Le transfert d’oxygène

    L’agitation des bioréacteurs

    Construction des agitateurs

    Chapitre 3 : modes de conduite des bioréacteurs

    Fermentation discontinue

    Fermentation discontinue alimentée

    Fermentation continue

    Fermentation continue avec recyclage de la biomasse

    Chapitre 4 : les différents types de bioréacteurs
    Chapitre 5 : les installations de fermentation

    La stérilisation et le maintien de l’asepsie

    La distribution d’air comprimé

    Le matériel annexe

    La régulation et l’automatisation

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  3. Techniques et Méthodes de Biologie Moléculaire
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Techniques et Méthodes de Biologie Moléculaire

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie et génétique moléculaire.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette matière permettra aux étudiants, d’assimiler l’ensemble des techniques et de stratégies des analyses de biologie moléculaire ainsi que les cas d’utilisation.

    Programme

    Contenu de la matière :

    Extraction et purification d’ADN chromosomique et d’ADN plasmidique

    Les techniques d’extraction de L’ARN

    Electrophorèse et analyse de l’ADN digéré par des enzymes de restriction

    Transformation de bactéries

    La PCR et ses dérivées

    Techniques de clonage, de séquençage

    Southern blot, Northern blot, Western blot, Dot blot

    Hybridation moléculaire

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références (Livres et polycopiés, sites internet, etc)
  4. Enzymologie Fondamentale
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Enzymologie Fondamentale

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    En biochimie et en chimie organique

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Le programme est destiné à dispenser aux étudiants les connaissances fondamentales sur les enzymes, leur structure et leur fonctionnement. Cet aspect fondamental est appuyé par des enseignements sur l’énergie des réactions catalysées par les enzymes, la cinétique enzymatique et les différents modes de régulation de l’activité enzymatique.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Introduction à l’enzymologie

    Historique

    Définition

    Structure

    Propriétés et caractéristiques des enzymes

    Nature

    Spécificité

    Efficacité

    Compatibilité avec l’environnement et stabilité

    Concentration

    Localisation

    Taille

    Nomenclature et classification

    Nomenclature

    Nomenclature fonctionnelle

    Nomenclature officielle

    Classification

    Oxydoréductases

    Transférases

    Hydrolases

    Lyases

    Isomérases

    Ligases

    Translocases

    Chapitre 2 : Relation structure fonction

    Structure fonctionnelle

    Isoenzymes

    Site actif

    Site de liaison

    Site catalytique

    Acides aminés du site actif

    Propriétés affectant la liaison enzyme-substrat

    Modèles de fixation enzyme-substrat

    Forces d’association enzyme-substrat

    Chapitre 3 : La réaction enzymatique

    Définition

    Mécanisme de la réaction enzymatique

    Facteurs

    Enzyme

    Substrat

    Cofacteur

    Coenzyme

    Facteurs qui influent sur la réaction enzymatique

    Effet des facteurs physico-chimiques

    Effet des effecteurs

    Effet de la concentration du substrat

    Effet de la concentration de l’enzyme

    Effet du temps de réaction

    Réactions enzymatiques à deux substrats

    Mécanisme séquentiel

    Mécanisme à double déplacement

    Chapitre 4 : Energie d’une réaction enzymatique

    Energie d’activation « Ea »

    Etat de transition

    Changement d’enthalpie « ΔH »

    Energie libre de Gibbs « ΔG »

    Spontanéité et réversibilité

    Chapitre 5 : Cinétique enzymatique

    Introduction à la cinétique enzymatique

    Concepts de base de la cinétique chimique

    Phases de la réaction enzymatique

    Notion de Vitesse initiale

    Cinétique enzymatique

    Cinétique de Michaelis et Menten

    Linéarisation de Lineweaver et Burk

    Chapitre 7 : Mécanismes moléculaires de catalyse enzymatique

    Catalyse par proximité

    Catalyse covalente

    Catalyse acide/base

    Catalyse par ions métalliques

    Chapitre 8 : Inhibiteurs des enzymes

    Introduction à l’inhibition enzymatique

    Notion d’effecteurs enzymatiques

    Catégories d’inhibiteurs

    Inhibiteurs réversibles

    Inhibiteurs irréversibles

    Applications des inhibiteurs

    Conception des inhibiteurs

    Chapitre 9 : Régulation des enzymes

    Définition de la régulation enzymatique

    Enzymes régulatrices

    Processus de régulation enzymatique

    Régulation allostérique

    Régulation par molécules régulatrices

    Régulation par modification covalente

    Régulation par clivage protéolytique (protéolyse)

    Régulation par isoenzymes

    Régulation génétique

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  5. Atelier de Biologie Moléculaire (01) : Méthodes de Biologie Moléculaire
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 60h00
    Cours / semaine: TD / semaine: TP / semaine: 04h00Autres heures: 60h00

    Évaluation: contrôle continu 60 % · examen 40 %

    Programme détaillé non disponible.

  6. Atelier de Génie Microbiologique
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: TD / semaine: TP / semaine: 03h00Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Atelier de Génie Microbiologique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Connaissances en biochimie et en microbiologie.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    L'objectif de cet atelier est d'initier les étudiants à des expériences en microbiologie appliquée. L’atelier est conçu pour enseigner l'utilité des méthodes expérimentales en microbiologie d'une manière orientée vers d’application dans la production de d’enzymes par des bactéries lactiques.

    À l'issue de cet atelier, les étudiants devraient être capables :

    Élaborer des concepts de microbiologie avec des expériences faciles à mener.

    Se familiariser avec les instruments de laboratoire de base et comprendre le principe des mesures utilisant ces instruments avec des expériences en biochimie.

    Maitriser les techniques de base d’échantillonnage et d’isolement de microorganismes.

    Programme

    Contenu de la matière

    Ouverture et explication : Rappels sur la sécurité au laboratoire.

    Préparation des milieux de cultures pour l’isolement des bactéries lactiques

    Isolement de bactéries lactiques

    Pré-identification des isolats par : caractérisation morphologique, recherche de la catalase, oxydase, étude du catabolisme des acides aminés (décarboxylases (LDC-ODC), dihydrolase (ADH) et tryptophane désaminase), purification des isolats

    Recherche d’activités technologiques : protéolyse, lipolyse, caséinase (Dosage des produits de dégradation des caséines par la méthode de Folin Ciocalteu ), production de composés aromatiques, production d’exopolysaccharides (EPS), résistance au stress technologique (pH acide, sel, température, pression osmotique) et sélection des souches performantes.

    Identification des souches performantes sélectionnées par Galerie API50CH et analyse des ressauts par API-WEB.

    Recherche d’activités biologiques : activité antimicrobienne, activité antioxydante

    Conservation des souches.

    Réalisation des cultures en fermenteur

    Mesure des paramètres de croissance des cultures microbiennes

    Etude cinétique de la fermentation lactique.

    Dosage des produits de la fermentation.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  7. Biochimie des métabolites secondaires
    2 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: Autres heures: 25h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Biochimie des métabolites secondaires

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Bases en biochimie et en biologie cellulaire.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Ce cours a pour objectif de faire découvrir aux étudiants la richesse, la diversité et les fonctions du métabolisme secondaire chez les différents organismes vivants – plantes, microorganismes, animaux et humains. Contrairement au métabolisme primaire, qui soutient les fonctions vitales de base, le métabolisme secondaire produit des composés spécialisés souvent non indispensables à la survie immédiate mais essentiels pour l'adaptation, la communication, la défense, et les interactions écologiques. Le cours vise à comprendre l’origine évolutive de ces voies métaboliques, leur rôle dans la biodiversité chimique, et leur importance en biotechnologie, pharmacologie, agriculture, et environnement. Le qualificatif secondaire ne s’applique pas à toutes les hormones et tous les neurotransmetteurs cités ensuite : distinguer leurs fonctions essentielles selon le contexte.

    Programme

    Contenu de la matière

    Chapitre I : Introduction et fondements

    Concepts fondamentaux du métabolisme secondaire

    Définitions et distinction entre métabolisme primaire et secondaire

    Distribution taxonomique et biodiversité des métabolites secondaires

    Approches méthodologiques pour l'étude des métabolites secondaires

    Aspects évolutifs et écologiques

    Origines évolutives du métabolisme secondaire

    Rôles écologiques généraux

    Interactions intraspécifiques et interspécifiques

    Adaptations environnementales

    Chapitre II : Les métabolites secondaires chez les végétaux

    Classes majeures de métabolites secondaires végétaux

    Composés phénoliques et polyphénols

    Acides phénoliques, flavonoïdes, anthocyanes, tanins

    Voies de biosynthèse et régulation

    Terpènes et terpénoïdes

    Classification, structures et propriétés

    Voies du mévalonate et du méthylérythritol phosphate

    Alcaloïdes végétaux

    Diversité structurale et classification

    Biosynthèse à partir des acides aminés

    Glycosides et autres composés

    Fonctions biologiques chez les plantes

    Défense contre herbivores et pathogènes

    Composés constitutifs et inductibles

    Mécanismes de défense directe et indirecte

    Protection contre les stress abiotiques

    Communication et interactions

    Signalisation intra-plante

    Allélopathie et interactions avec la rhizosphère

    Attraction des pollinisateurs et disperseurs de graines

    Applications biotechnologiques des métabolites végétaux

    Ingénierie métabolique pour l'amélioration des plantes

    Production de métabolites d'intérêt pharmaceutique

    Applications agronomiques et industrielles

    Enjeux de la biofortification et nutrition

    Chapitre III : Les métabolites secondaires chez les microorganismes

    Diversité des métabolites secondaires microbiens

    Métabolites fongiques

    Mycotoxines et composés bioactifs

    Applications biotechnologiques

    Métabolites bactériens

    Antibiotiques et composés antimicrobiens

    Sidérophores et molécules de signalisation

    Métabolites d'archées et microorganismes extrêmophiles

    Métabolites secondaires des microalgues

    Les familles chimiques des métabolites microbiens

    Polykétides : structures, biosynthèse (PKS), exemples (érythromycine, aflatoxines)

    Peptides non ribosomiques (NRPs) : mécanisme enzymatique (NRPS), exemples (bacitracine, surfactine)

    Terpénoïdes microbiens : biosynthèse via les voies MVA/MEP, ex. géosmine, caroténoïdes

    Alcaloïdes microbiens : exemples issus de cyanobactéries et d’actinomycètes

    Sidérophores : structures catéchol/hydroxamate, rôle dans l’acquisition du fer

    Composés phénoliques : acide salicylique et pigments protecteurs. Les phénazines citées ici forment une famille distincte et ne sont pas toutes des phénols.

    Pigments bioactifs : prodigiosine, mélanine, pyocyanine

    Rôles écologiques et applications

    Fonctions dans les écosystèmes microbiens

    Communication intercellulaire et quorum sensing

    Formation et maintenance des biofilms

    Interactions avec les hôtes végétaux et animaux

    Pathogénicité et virulence

    Symbiose et mutualisme

    Applications industrielles et environnementales

    Biorestauration et bioremédiation

    Biocontrôle et applications agronomiques

    Techniques de production et manipulation

    Fermentation et optimisation de production

    Ingénierie génétique des voies métaboliques microbiennes

    Approches synthétiques et semi-synthétiques

    Nouvelles stratégies de découverte de métabolites

    Chapitre IV : Les métabolites secondaires chez l'humain et l'animal

    Introduction

    Spécificités des métabolites secondaires animaux

    Comparaison avec les métabolites végétaux et microbiens

    Origines biosynthétiques et évolution des voies métaboliques

    Métabolites endogènes vs dérivés de l'alimentation

    Transfert horizontal de gènes et métabolisme symbiotique

    Classification

    Alcaloïdes

    Distribution chez les espèces marines et terrestres

    Caractéristiques structurelles et fonctionnelles

    Composés phénoliques

    Antioxydants d'origine alimentaire

    Transformation et métabolisme endogène

    Terpénoïdes

    Stéroïdes et hormones stéroïdiennes : ils ne sont pas tous des métabolites secondaires.

    Phéromones et composés volatils de signalisation

    Glycosides

    Dérivés bioactifs et glycoconjugués

    Rôles physiologiques et applications

    Voies de biosynthèse des métabolites secondaires

    Voie des terpènes

    Synthèse de stéroïdes, hormones, phéromones

    Régulation hormonale et environnementale

    Voie des polykétides

    Production de composés bioactifs chez les espèces marines

    Enzymes PKS et complexes multienzymatiques

    Peptides non ribosomiques (NRPs)

    Toxines animales et venins : distinguer leurs origines ribosomique et non ribosomique, sans tous les classer parmi les NRPs.

    Mécanismes de synthèse et diversification structurale

    Voies issues du métabolisme des acides aminés

    Production d'amines biogènes et neurotransmetteurs

    Neuropeptides et modulateurs biologiques

    Origine et distribution

    Origine alimentaire vs biosynthèse endogène

    Mécanismes d'incorporation et de transformation

    Détoxification et bioactivation

    Distribution taxonomique

    Chez les vertébrés (amphibiens, reptiles, oiseaux, mammifères)

    Chez les invertébrés (insectes, mollusques, échinodermes)

    Métabolites d'origine symbiotique microbienne

    Rôle du microbiome intestinal et tissulaire

    Interactions métaboliques hôte-microbiote

    Fonctions physiologiques et rôles biologiques

    Défense chimique

    Venins, toxines et répulsifs

    Adaptation à l'environnement et prédation

    Communication

    Phéromones et signalisation chimique

    Médiateurs sociaux et comportementaux

    Régulation métabolique

    Homéostasie et adaptation physiologique

    Contrôle endocrinien et neurologique

    Fonctions protectrices

    Propriétés antioxydantes

    Fonctions immunitaires et antimicrobiennes

    Méthodes d'extraction, d'analyse et d'étude

    Applications thérapeutiques et nutritionnelles

    Perspectives, Défis et Recherches Actuelles

    Chapitre V : Métabolisme secondaire chez les levures et champignons

    Diversité des métabolites secondaires fongiques et levuriformes

    Mycotoxines : aflatoxines, ochratoxines

    Antibiotiques fongiques : pénicilline

    Pigments : mélanines, caroténoïdes

    Fonctions écologiques et interactions biologiques

    Compétition écologique

    Interactions mutualistes ou pathogènes

    Applications biotechnologiques et industrielles de composés d’intérêt

    Travaux pratiques

    Recherche, identification et extraction des métabolites secondaires.

    Dosage des métabolites secondaire.

    Moyens de purification : filtration, centrifugation, chromatographie, électrophorèse.

    Techniques de conservation : froid (cryoconservation), évaporation, lyophilisation.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc
  8. Stratégies de Recherche et Communication Scientifique
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: TP / semaine: Autres heures: 15h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    Stratégies de Recherche et Communication Scientifique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Français, anglais, outil informatique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Ce module a pour objectif d’initier les étudiants aux différentes sources d'information en biologie et en biotechnologie, de leur faire maîtriser les outils et stratégies de la recherche scientifique, ainsi que de les sensibiliser aux pratiques de rédaction scientifique adaptées aux sciences appliquées et à l’ingénierie. Il vise également à développer chez eux une compréhension des différentes situations de communication scientifique, à leur permettre de maîtriser les processus et supports de communication scientifique (articles, communications orales, posters) et à les familiariser avec les principes de l’open science ainsi qu’avec la communication de la science vers le grand public.

    Programme

    Contenu de la matière

    Partie 1 : Recherche Documentaire et Rédaction Scientifique

    Introduction à la recherche scientifique

    Typologie des documents et littérature scientifique

    Évolution des méthodes de recherche

    Science ouverte et accès libre

    Méthodologie de recherche : Approches avancées

    Définition de la question d’étude (Méthodes PICO, 3QPOC)

    Sélection des outils de recherche : Catalogues, bases de données pluridisciplinaires et Spécialisées

    Utilisation des moteurs de recherche spécialisés et plateformes de texte intégral

    Optimisation et exploitation des résultats de recherche

    Analyse de la pertinence des sources

    Fiabilité, actualité et exactitude des informations

    Gestion des références et utilisation des gestionnaires bibliographiques (EndNote, Zotero, Mendeley)

    Rédaction scientifique moderne

    Analyse d’articles et élaboration de rapports

    Rédaction d’un mémoire de fin d’études

    Rédaction d’articles et communications scientifiques

    Partie 2 : Communication Scientifique et Diffusion des Connaissances

    Les enjeux de la communication scientifique

    Pourquoi et comment communiquer la science ?

    Stratégies et techniques modernes d’expression écrite et orale

    Interactions et échanges scientifiques en milieu académique

    Fonctionnement des échanges scientifiques

    Présentation et valorisation de ses recherches

    Utilisation des outils numériques pour la visibilité

    Open Science et vulgarisation scientifique

    Stratégies de diffusion vers le grand public

    Utilisation des médias numériques et des nouvelles technologies

    Interaction avec la presse et les médias

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  9. English for Biologists - Starter
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: TP / semaine: Autres heures: 05h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S1
    English for Biologists - Starter

    Repères

    Connaissances préalables recommandées
    Prior knowledge of basic English

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    The objective of this course is to provide students with a solid foundation for communicating (both written and spoken) in English.

    Programme

    Contenu de la matière

    Unit 1: Tell us about yourself

    Grammar: Tenses (present, past, future). Question forms (where, what, who, why, how much).

    Vocabulary: words with more than one meaning.

    Reading: Cell communication.

    Speaking: students of ESSBO and ESG2E talking about each other.

    Listening: Listening to a scientist speaking about his/her career.

    Writing: Informal letter.

    Unit 2: The way we live

    Grammar: Present tenses: present simple, present continuous.

    Vocabulary: At the laboratory.

    Reading: Living in Oran.

    Speaking: Share with us your experience about living on campus.

    Listening: Student life at MIT.

    Writing: Transition (linking words).

    Unit 3: Biologist from the past

    Grammar: Past tenses: past simple, past continuous.

    Vocabulary: Time expressions.

    Reading: The extraordinary history of Kitab al-Hayawan.

    Speaking: Telling stories.

    Listening: Rosalind Franklin and the discovery of DNA.

    Writing: write a short story about your favourite scientist.

    Unit 4: Let’s go shopping

    Grammar: Much/Many, Some/Any.

    Vocabulary: Grocery shop.

    Reading: Medina Jdida popular market.

    Speaking: Talking about shopping habits.

    Listening: Organic Food Market.

    Writing: Short essay writing about biomolecules market.

    Unit 5: What do you want to do?

    Grammar: Verb patterns, Expressing intentions

    Vocabulary: Have, go, come.

    Reading: what a DNA polymerase can do

    Speaking: what are your plans?

    Listening: What does a biological engineer do?

    Writing: a molecular biology enzyme talking about its function

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Biologie moléculaire 2

    Génétique moléculaire des microorganismes

    Biologie Cellulaire in vitro et in vivo

    Ingénierie des protéines

    Atelier de Biologie Moléculaire 2 _ Application sur un modèle microbien

    Atelier de Biochimie

    UE découverte

    Epigénétique

    Cytogénétique

    UE transversale

    English for biologists - Elementary

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Semestre 29 matières
  1. Biologie moléculaire 2
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 70h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Biologie moléculaire 2

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Génétique, Expression des gènes, signalisation et communication cellulaire, biodiversité.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette unité d’enseignement porte trois parties. L’objectif de la première partie est d’expliquer les mécanismes de synthèse et de l’action des ARN interférents et mettre le point sur leurs intérêts et applications. Le but de la deuxième partie est d’expliquer les différents mécanismes de régulation de l’expression des gènes. La troisième partie vise à décrire les différents outils de la biologie moléculaire utilisés pour étudier la diversité génétique des espèces.

    Les étudiants seront également initiés à l’apport de l’intelligence artificielle (IA) dans l’analyse des différents mécanismes détaillés dans les premières parties du programme (mécanismes de synthèse et de l’action des ARN interférents, mécanismes de régulation de l’expression des gènes et l’étude la diversité génétique des espèces) favorisant ainsi une lecture approfondie et innovante des mécanismes moléculaires et une initiation à l’exploitation de données massives (Big Data) en biologie.

    Programme

    Contenu de la matière

    Partie 1 : Interférence ARN

    Historique et mécanismes fondamentaux de l’interférence ARN

    1. Historique de l’interférence ARN

    2. Mécanismes fondamentaux de l’interférence ARN

    2.1. siARN

    2.1.1. Biosynthèse

    2.1.2. Mécanisme d’action

    2.2. miARN

    2.2.1. Biosynthèse

    2.2.2. Mécanisme d’action

    2.3. piARN

    2.3.1. Biosynthèse

    2.3.2. Mécanisme d’action

    Conséquences pratiques pour la conception d’un siARN

    1. Influence des propriétés intrinsèques du siARN

    2. Limites imposées par le transcrit cible

    Intérêts de l’interférence ARN

    1. Un outil pour la compréhension de la fonction des gènes

    2. Un outil pour de nombreuses applications en thérapeutique

    Contraintes associées à la transfection de courtes séquences d’acidesnucléiques

    1. La stabilité des ARN interférents

    2. La biodistribution

    Partie 2 : Régulation de l’expression des gènes

    Régulation de la transcription

    Régulation de la transcription chez les procaryotes

    Qu’est-ce qu’un opéron ?

    Opéron catabolique inductible négativement et positivement régulé (exemple : l’opéron lactose chez E. coli)

    Opéron anabolique répressible (exemple : l’opéron Tryptophane chez E. coli)

    Régulation par transformation d’un répresseur en activateur (exemple : l’opéron Arabinose (araBAD) chez E. coli)

    Autres exemples d’opéron

    Régulation de la formation du complexe ouvert

    Régulation du passage à la phase d’élongation

    Régulation de la transcription chez les eucaryotes

    Régulation au niveau chromatinien

    Acétylation, méthylation des histones

    Méthylation de l’ADN

    Eléments de régulation transcriptionnelle

    Les classes de régulateurs transcriptionnels

    Fonctionnement des protéines activatrices de transcription

    Répresseurs transcriptionnels

    Séquences régulatrices enhancers et les silencers

    Extinction de gènes et régulation épigénétique

    Régulation post-transcriptionnelle chez les eucaryotes

    L’épissage alternatif

    Régulation par des petits ARN

    Régulation de la stabilité des ARNm chez les eubactéries

    Les acteurs de la dégradation

    Les exoribonucléases

    Les endoribonucléases

    L’ARN pyrophosphohydrolase (RppH)

    Les mécanismes de dégradation des ARNm

    La voie directe d’accès

    La voie dépendante de l’extrémité5’

    La voie exoribonucléolytique en 3’

    Les mécanismes régulant la stabilité des ARNm

    Régulation de l’activité et de la concentration des RNases

    Les effets de la traduction

    L’interférence par les ARNs

    L’influence de la séquence des ARNm

    Régulation de la stabilité des ARNm chez les eucaryotes

    Les acteurs de la dégradation

    Les exoribonucléases agissant en 3’ de l’ARNm

    Les exoribonucléases agissant en 5’ de l’ARNm

    Les endoribonucléases

    Les mécanismes de la dégradation

    Voie majoritaire

    Voies alternatives

    Les mécanismes régulant la stabilité des ARNm

    Le complexe Lsm1-7

    La régulation de la déadénylation

    La régulation du complexe d’élimination de la coiffe

    Les ARN interférents miARN, siARN et piARN

    Régulation de la traduction

    Introduction

    Régulation de l’initiation de la traduction chez les eubactéries

    Régulation de l’accès au RBS

    Régulation via les structures secondaires de l’ARNm

    Régulation de l’initiation de la traduction chez les eucaryotes

    Régulation via les facteurs d’initiation de la traduction

    Hosphorylation du facteur d’initiation eIF2

    Phosphorylation des protéines 4E-BP et disponibilité du facteur d’initiatione IF4E

    Inhibition de l’initiation par les miARN

    Régulation via les régions 5’-et 3’-UTR chez les eucaryotes

    Régulation via les régions 5’-UTR

    Interaction régions 3’- et 5’-UTR

    Régulation via 3’-UTR

    Les voies alternatives d’initiation

    uORF

    Initiation par une séquence IRES

    Régulation au cours de l’élongation ou de la terminaison chez les eubactéries

    Régulation au cours de l’élongation ou de la terminaison chez les eucaryotes

    Régulation post-traductionnelle : la dégradation des protéines intracellulaires

    Introduction

    Les protéines chaperonnent (chaperonines)

    Les enzymes protéolytiques

    Ubiquitination des protéines

    Protéasome

    Dégradation lysosomale

    Autophagie

    Partie 3 : Apport de la biologie moléculaire à l’étude de la diversité génétique

    Quelques notions

    Biodiversité

    Diversité génétique

    Mesure de la diversité génétique

    Marqueurs morphologiques

    Marqueurs protéiques (biochimiques)

    Marqueurs ADN (moléculaires)

    RFLP

    AFLP

    Minisatellites

    Microsatellites

    SNP

    Marqueurs d’ADNmt

    Exemples d’applications

    Partie 4 : Intelligence Artificielle et Biotechnologie Moléculaire

    Introduction aux modèles d’intelligence artificielle et à la conception de siARN et d’amorces. Étude des outils siDirect et RNAxs ; critères de conception des siARN et accessibilité du site cible.

    Introduction aux modèles d’intelligence artificielle appliqués à la régulation génique. Étude de DeepSEA pour la prédiction des caractéristiques de la chromatine et des effets des variants non codants ; distinction avec la prédiction directe de l’expression génique.

    Diagnostic moléculaire assisté par IA.

    Applications de l’IA dans la phylogénie, le clustering génétique, et la détection des variants (SNP).

    Perspectives éthiques et limites de l’IA en biologie moléculaire.

    Travaux dirigés :

    Fiche TD 1 : Régulation de l’expression des gènes chez les procaryotes (1) : cas de l’opéron tryptophane et l’opéron lactose

    Fiche TD 2 : Régulation de l’expression des gènes chez les procaryotes (2) :  cas de l’opéron arabinose et l’opéron histidine

    Fiche TD 3 : Régulation l’expression des gènes chez les eucaryotes (1) : Étude de la structure, de l’expression et de la fonction du gène bdnf

    Fiche TD 4 : Régulation l’expression des gènes chez les eucaryotes (2) : Étude de la régulation de l’expression et de la fonction du gène c-myc

    Fiche TD 5 : Analyse de séquences biologiques par IA (Prédiction de l’efficacité de séquences siARN par IA, extraction de motifs, reconnaissance de promoteurs)

    Fiche TD 6 : Utilisation de notebooks (Google Colab) pour des exemples simples de machine learning en biologie (classifications de séquences, clustering de variants)

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, et
  2. Génétique Moléculaire des Microorganismes
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Génétique Moléculaire des Microorganismes

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Connaissances de base en microbiologie, en génétique et en biochimie

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette unité s’articule autour des aspects structuraux et des mécanismes génétiques et moléculaires mis en œuvre pour l’expression des gènes chez les bactéries, archées, les micro-organismes eucaryotes et les virus. Des connaissances fondamentales seront acquises sur l’organisation et le fonctionnement du génome microbien.

    Programme

    Contenu de la matière :

    Introduction : diversité et origine du monde microbien

    L’arbre phylogénétique de la vie

    Définition

    Les trois domaines de la vie : Bactéries, Archées, Eucaryotes

    Notion de LUCA (Last Universal Common Ancestor)

    Approche phylogénétique basée sur les séquences d’ARNr 16S/18S

    Les types d’arbres phylogénétiques

    Diversité morphologique, métabolique et génétique des micro-organismes

    Procaryotes vs eucaryotes

    Virus

    Partie 1 : Bactéries

    Rappels sur la structure bactérienne

    Eléments permanents

    Eléments facultatifs

    Chapitre 1 : Le génome bactérien

    Structure du génome bactérien

    Le chromosome bactérien

    Les éléments génétiques mobiles

    Les plasmides

    - Organisation générale des plasmides

    - Classification des plasmides

    - Propriétés des plasmides.

    1.2.2. Les transposons

    - Structure générale des transposons

    - Différents types de transposons

    - Mécanismes de transposition chez les bactéries

    Transposition avec réplication du transposon.

    Transposition conservatrice

    c. Conséquences de la transposition sur l’expression du génome bactérien

    1.2.3. Les intégrons

    - Définition

    - Structure des intégrons

    - Structure des cassettes

    - Mouvement des cassettes

    - Expression des cassettes

    - Nature des cassettes

    - Origines des intégrons

    1.2.4. Les bactériophages

    Définition

    Caractéristiques principales

    Mécanisme d’action : cycle lytique, cycle lysogénique, conversion lysogénique

    Organisation des gènes procaryotes

    Chapitre 2 : Transferts génétiques horizontaux

    Transformation

    Conjugaison

    Transduction

    Carte génétique

    Partie 2 : Les champignons (La levures comme système modèle)

    Rappels sur la biologie des levures

    Généralités.

    Culture et nutrition.

    Le génome des levures.

    Le trancriptome des levures.

    Le protéome des levures

    Analyse des mutations biochimiques des tétrades

    Complémentation et conversion génique.

    Génétique des mitochondries.

    Partie 3 : Les Archées

    Rappels sur les Archées

    Généralités.

    Diversité, écologie et évolution des archées

    Génétique des archées

    Archées d'Asgård.

    Partie 4: Les virus

    Chapitre 1 : Introduction à la virologie
    Chapitre 2 : Virologie moléculaire

    Structure et composition des virions.

    Le cycle d'infection d'une cellule par un virus.

    Exemples de cycles viraux représentatifs (virus à ADN, virus à ARN, rétrovirus).

    Interaction virus-hôte (transformation cellulaire, latence, variation antigénique, cancer, oncogènes, SIDA).

    5. Vaccination et agents antiviraux.

    6. Manipulation et utilisation des virus.

    7. Agents non-conventionnels et prions.

    Chapitre 3 : Variabilité génétique des virus

    1. Mécanismes de la variabilité (mutations, recombinaisons, réassortiments)

    2. Dynamique de l'évolution des populations virales

    3. Facteurs d'évolution des populations virales

    Chapitre 4 : Conséquences biologiques de l'évolution des populations virales

    1. Variation antigénique et échappement à la réponse vaccinale

    2. Résistance aux traitements antiviraux

    3. Adaptation à l'hôte, transmissions interespèces et émergence virale

    4. Variations de tropisme viral et pathogenèse

    Chapitre 5 : Modélisation moléculaire des virus et relations structure-fonctions des protéines virales

    Structure des virus et des assemblages moléculaires viraux

    Evolution dynamique et relations fonctionnelles des structures des protéines virales (glycoprotéines d'enveloppe, protéases, polymérases)

    Applications à la conception d'antiviraux de vaccins viraux

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  3. Biologie Cellulaire in vitro et in vivo
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: 01h30Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Biologie Cellulaire in vitro et in vivo

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette unité d’enseignement initie les étudiants aux bases de la biologie cellulaire appliquée à l’étude des systèmes in vitro et in vivo. Elle traite des modèles cellulaires, des conditions expérimentales de culture, des techniques d’analyse des mécanismes cellulaires, ainsi que de l’utilisation des modèles animaux pour la recherche biomédicale. Elle vise à former les étudiants à la mise en œuvre des approches expérimentales pour l’étude des cellules et des organismes modèles, à développer leur autonomie dans le choix des outils expérimentaux adaptés et à les sensibiliser aux bonnes pratiques de laboratoire et au respect de l’éthique scientifique.

    Programme

    Contenu de la matière

    Partie 1 : Étude de la biologie in vitro

    Modèles cellulaires et expérimentations in vitro

    1.1. Introduction à la biologie cellulaire et aux approches expérimentales

    Définition et objectifs de la biologie cellulaire

    Émergence et objectifs de la culture cellulaire

    Définition des approches expérimentales : in vitro, in vivo et in silico

    Les systèmes cellulaires

    Culture primaire de cellules isolées

    Origine et prélèvement du tissu

    Méthodes d’isolement (enzymatique, mécanique)

    Culture de lignées cellulaires

    Types de lignées (immortalisées, cancéreuses)

    Avantages et limites des systèmes cellulaires (culture primaire vs lignées)

    Critères de choix du système cellulaire

    Les cultures 3D récentes

    Développement des modèles tridimensionnels : sphéroïdes, organoïdes, organe sur puce, impression 3D

    Avantages et limites par rapport aux cultures 2D

    Conditions de culture cellulaire

    Types de cultures

    Culture en suspension : principes et applications

    Culture adhérente : principes et applications

    Locaux et équipements de culture

    Postes de sécurité microbiologique (PSM) : fonctions et importance ; correction de l’intitulé inexact du source.

    Incubateurs : température, humidité, CO₂

    Microscopes et équipements de suivi : observation et contrôle de la croissance cellulaire

    1.3.3 Milieux de culture

    Composition des milieux : médium de base, facteurs de croissance, sérum, antibiotiques

    Ajustement des conditions : pH, température, et autres paramètres spécifiques

    Bonnes pratiques de laboratoire

    Prévention des contaminations : gestion des risques

    Gestion des déchets biologiques : protocoles de sécurité et d’élimination

    Cryoconservation et décongélation des cellules

    Techniques de cryoconservation et de congélation des cellules

    Protocole de congélation, ajout de cryoprotecteurs (ex. : DMSO)

    Récupération des cellules après congélation et tests de qualité post-congélation

    Méthodes d’étude des mécanismes cellulaires

    Techniques d’analyse de base

    Cytométrie en flux

    Immunofluorescence et immunohistochimie

    Techniques de microscopie (électronique, à fluorescence, confocale, etc.)

    Étude de la prolifération cellulaire

    Analyse de la courbe de croissance cellulaire

    Marqueurs de prolifération (KI-67, EdU, BrdU)

    Méthodes classiques et récentes (MTT, CCK-8, criblage haut-débit)

    Étude de la viabilité et mort cellulaire

    Intégrité membranaire : bleu trypan. Le MTT mesure l’activité métabolique et non directement la perméabilité membranaire.

    Apoptose : marqueurs d'apoptose (Annexine V, Caspases, TUNEL)

    Étude de la différenciation cellulaire : modèles et marqueurs spécifiques

    Intégration de l’in vitro dans la recherche biomédicale

    Modèles pour le criblage haut-débit de composés thérapeutiques

    Étude des voies de signalisation dans la pathologie

    Rôle de l’in vitro dans la médecine personnalisée

    Limites de la transposition des résultats in vitro vers l’in vivo

    Partie 2 : Étude de la biologie in vivo

    Introduction à l'expérimentation animale en recherche biomédicale

    Importance des modèles animaux en recherche scientifique

    Éthique de l’expérimentation animale

    Critères de choix du modèle animal

    Modèles murins et manipulations génétiques

    Cellules souches embryonnaires murines (CSEm)

        - Origine à partir du blastocyste

        - Culture et caractéristiques

        - Utilisation en modélisation de maladies et en thérapie cellulaire

    Techniques de manipulation génétique

        - Transgénèse : injection pronucléaire, transfert de gènes dans les CSEm

        - Clonage somatique et transfert nucléaire

        - Invalidation génique (knock-out), insertion génique (knock-in) : systèmes Cre/loxP et CRISPR/Cas9

    Utilisation de la souris en recherche biomédicale

        - Modélisation de pathologies humaines : cancer, maladies neurodégénératives, infectieuses ? etc.

        - Atouts du modèle murin (génétique, reproductibilité, outils disponibles)

    Apports du rat (Rattus norvegicus)

        - complément des modèles murins dans les études comportementales et métaboliques.

    La Drosophile, un modèle pour l’étude des cellules souches et des pathologies humaines

    Transition depuis les mammifères

    Obtention des cellules souches embryonnaires (CSEm) et cellules iPS.

    Limites des modèles mammifères

    Considérations éthiques et limites d’utilisation des cellules souches chez les mammifères

    Intérêt du modèle drosophile en biologie des cellules souches

    Cellules souches chez la Drosophile

        3.2.1. Cellules souches germinales (ovaires et testicules)

        3.2.2. Cellules souches intestinales

        3.2.3. Autres tissus (cerveau, follicules, etc.)

        3.2.4. Atouts expérimentaux du modèle drosophile

    Mécanismes de régulation des cellules souches

        3.3.1. Rôle de la niche et du microenvironnement

        3.3.2. Voies de signalisation conservées (Notch, JAK/STAT, BMP, Wnt)

        3.3.3. Contrôle transcriptionnel et régulation épigénétique

    Reprogrammation et plasticité cellulaire

        3.4.1. Dédifférenciation et transitions d’état cellulaire

        3.4.2. Modélisation des processus analogues aux Ips

    Modélisation des pathologies humaines

        3.5.1. Maladies neurodégénératives (Parkinson, Alzheimer…)

        3.5.2. Cancers et dérégulation des cellules souches

        3.5.3. Criblage génétique et identification de cibles thérapeutiques

    Caenorhabditis elegans : un modèle simple pour décrypter des pathologies humaines complexes

    Présentation générale de C. elegans

    Caractéristiques biologiques

    Atouts expérimentaux

    Conservation des voies moléculaires fondamentales

    Étude du vieillissement et de la longévité

    Modèles de vieillissement physiologique

    Voies génétiques de la longévité

    Criblages pharmacologiques

    Troubles métaboliques et immunitaires

    Modèles de résistance à l’insuline

    Réponses immunitaires innées

    Criblages de molécules thérapeutiques

    Limites et considérations éthiques

    Aspects éthiques favorables

    Limites du modèle

    L’embryon aviaire comme modèle en neurobiologie et oncologie pédiatrique

    Introduction au modèle aviaire

    Caractéristiques générales de l’embryon de poulet (Gallus gallus)

    Accès in ovo au développement embryonnaire

    Atouts expérimentaux : manipulation, visualisation, considérations éthiques

    Le neuroblastome : présentation de la pathologie

    Origine du neuroblastome : dérive des cellules des crêtes neurales

    Caractéristiques cliniques : tumeur pédiatrique, hétérogénéité, métastases

    Modélisation du neuroblastome avec l’embryon aviaire

    Utilisation de la membrane chorioallantoïque (CAM) pour greffer des cellules tumorales

    Étude de l’invasion, de l’angiogenèse et de la dissémination métastatique

    Visualisation in vivo et suivi des cellules tumorales

    Applications expérimentales et précliniques

    Criblage de composés anticancéreux sur la CAM

    Limites, perspectives et complémentarité

    Le poisson-zèbre comme modèle d’étude du mélanome et d’autres pathologies humaines

    Introduction générale

    Présentation du modèle poisson-zèbre

    Atouts techniques et expérimentaux

    Pertinence biomédicale et génétique du modèle

    Le mélanome : généralités

    Origine et progression du mélanome

    Principales mutations impliquées (BRAF, NRAS, etc.)

    Défis du diagnostic et du traitement

    Étude du mélanome chez le poisson-zèbre

    Génération de modèles transgéniques

    Visualisation de la progression tumorale in vivo

    Outils de criblage pharmacologique anticancer

    Approches de xénogreffe et immunosurveillance

    Autres pathologies étudiées avec le poisson-zèbre

    Pathologies neurologiques (épilepsie, autisme)

    Pathologies cardiovasculaires (cardiotoxicité, arythmies)

    Problèmes éthiques dans la recherche sur les cellules souches

    Statut moral des embryons

    Trafic d’organes issus de fœtus avortés : question éthique et juridique du programme, et non description d’une pratique de recherche légitime.

    Exploitation des femmes

    Politiques de recherche sur les cellules souches

    Lois et cadres réglementaires

    Rôle de la politique et de l’opinion publique

    Influence dans l’élaboration des politiques sur la recherche.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc
  4. Ingénierie des protéines
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Ingénierie des protéines

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Biochimie structurale et fonctionnelle.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Ce module vise à introduire les étudiants aux notions fondamentales des acides aminés, de la formation des peptides et des propriétés des liaisons peptidiques, à leur fournir les bases nécessaires à la compréhension des structures protéiques et de leur relation avec la fonction biologique et à approfondir leur connaissance des propriétés des protéines naturelles ainsi que des concepts théoriques et pratiques de l'ingénierie des protéines, notamment en lien avec les problématiques de stabilité et de repliement des structures protéiques.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Structure et classification des acides aminés, peptides et liaison peptidique

    Structure des acides aminés

    1.1. Structure générale : groupement amine, groupement carboxyle, chaîne latérale (R).

    1.2. Classification des acides aminés : Polaires, non polaires, acides, basiques, aromatiques, etc

    Peptides

    2.1. Formation des peptides par liaison peptidique.

    2.2. Différence entre peptides et protéines.

    Liaison peptidique

    3.1. Formation de la liaison peptidique : réaction de condensation entre le groupement carboxyle d’un acide aminé et le groupement amine d’un autre.

    3.2. Propriétés de la liaison peptidique : rigidité, planéité, et polarité.

    Chapitre 2 : Bases structurales des protéines

    Niveaux d’organisation des protéines

    1.1. Structure primaire : Séquence linéaire d’acides aminés reliés par des liaisons peptidiques.

    1.2. Structure secondaire : Organisation locale de la chaîne polypeptidique en motifs réguliers (hélices α, feuillets β, coudes).

    1.3. Structure tertiaire : repliement tridimensionnel stabilisé par des interactions non covalentes (hydrophobes, ioniques, etc.) et, le cas échéant, des ponts disulfure covalents. Correction : les ponts disulfure ne sont pas non covalents.

    1.4. Structure quaternaire : Assemblage de plusieurs chaînes polypeptidiques (sous-unités) pour former une protéine fonctionnelle. Exemples : hémoglobine, complexe ribosomal. Précision : le ribosome est un assemblage ribonucléoprotéique, non une structure exclusivement protéique.

    Forces stabilisant la structure

    2.1. Liaisons hydrogène

    2.2. Hydrophobes, disulfure

    2.3. Ioniques

    2.4. Van der Waals

    Motifs et domaines structuraux

    3.1. Tonneau β

    3.2. Doigt de zinc

    3.3. Hélice-boucle-hélice

    Chapitre 3 : Stabilité, repliement et dynamique des protéines

    Stabilité des protéines

    Repliement des protéines

    Dynamique des protéines

    Méthodes pour approcher la dynamique

    Chapitre 4 : Thermodynamique et cinétique du repliement

    Code du repliement et principes thermodynamiques

    Cinétique du repliement

    Modèles de repliement

    3.1. Diffusion-collision

    3.2. Nucléation-condensation

    3.3. Zipping and Assembly (ZA)

    3.4. Puzzle de Jigsaw

    3.5. Hypothèse stœchiométrique.

    Méthodes d’étude de la stabilité

    4.1. Calorimétrie différentielle à balayage (DSC)

    4.2. Dichroïsme circulaire (CD)

    4.3. RMN, fluorescence, dynamique moléculaire.

    Chapitre 5 : Dénaturation des protéines

    Agents dénaturants

    Réversibilité du repliement

    Conséquences fonctionnelles de la dénaturation

    Chapitre 6 : Repliement des protéines in vivo

    Mécanismes cellulaires de repliement

    Rôle des protéines chaperons

    Formation des ponts disulfure

    Isomérisation des prolines

    Maladies conformationnelles (ex : Alzheimer, Parkinson)

    Chapitre 7 : Ingénierie des interactions protéine-ligand

    Principes des interactions protéine-ligand

    Mécanismes physicochimiques

    - Cinétique et thermodynamique de liaison

    Docking moléculaire (amarrage moléculaire in silico )

    3.1. Définition Amarrage moléculaire

    3.2. Types d’amarrage moléculaire

    3.3. Amarrage moléculaire in silico (Modélisation informatique )

    3.4. Applications : PDB, ChemSketch, Chem 3D Ultra et autres ressources. Correction : PubMed, cité dans le programme, est une base bibliographique, et non une banque de structures de ligands.

    Chapitre 8 : Ingénierie enzymatique

    Historique de l’ingénierie des enzymes

    Technologie de conception enzymatique

    Classification des enzymes

    Applications industrielles des enzymes

    Production enzymatique

    5.1. Sources

    5.2. Criblage

    5.3. Fermentation

    5.4. Purification

    Enzymes immobilisées : principes et usages

    Chapitre 09 : Modifications chimiques des protéines

    Types de modifications

    1.1. PEGylation

    1.2. Glycosylation

    1.3. Phosphorylation

    Objectifs des modifications

    2.1. Stabilité

    2.2. Demi-vie

    2.3. Activité

    2.4. Ciblage.

    Techniques expérimentales de modification

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  5. Atelier de Biologie Moléculaire 2 _ Application sur un modèle microbien
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 60h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 04h00Autres heures: 60h00

    Évaluation: contrôle continu 60% · examen 40%

    Explorer la matière
    S2
    Atelier de Biologie Moléculaire 2 — Application sur un modèle microbien

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    En biologie moléculaire, génétique, biochimie.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Dans le cadre de ces ateliers, les étudiants seront formés à l’identification moléculaire d’isolats bactériens par extraction d'ADN, amplification et séquençage du gène de l’ARNr 16S, ainsi qu'à l'analyse bioinformatique pour l'identification des souches et l’établissement d'arbres phylogénétiques. Ils réaliseront également une transformation bactérienne sur E. coli DH5α à l'aide d'un vecteur de clonage, ainsi qu'une mutagenèse aléatoire sur une souche bactérienne d’intérêt, en exposant les cellules à différents temps d’irradiation UV, suivie du dosage du produit de dégradation d’un substrat spécifique afin de sélectionner les mutants présentant l’activité enzymatique la plus élevée.

    Programme

    Contenu de la matière

    Atelier 1 : Identification moléculaire d’isolats bactériens

    Extraction de l’ADN génomique bactérien

    Tests quantitatif et qualitatif des ADN extrait par électrophorèse et spectrophotomètre

    Amplification du gène de l’ARNr 16S et test d’amplification

    Séquençage des amplicons et étude in-silico (Identification des souches bactériennes à l’échelle de l’espèce et construction de l’arbre phylogénétique)

    Atelier 2 : Transformation bactérienne

    Les étudiants réaliseront une transformation bactérienne sur E. coli DH5α en utilisant un vecteur de clonage standard, afin d'acquérir la maîtrise des techniques de transfert génétique et de sélection des transformants.

    Atelier 3 : Mutagenèse aléatoire

    Les étudiants induiront une mutagenèse aléatoire par UV selon différents intervalles de temps. Ils effectueront ensuite un criblage pour sélectionner le mutant optimal produisant une enzyme spécifique.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Evaluation continue + compte rendu : 60 % ; Examen : 40 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  6. Atelier de Biochimie
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 03h00Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Atelier de Biochimie

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Notions de base de chimie et de biochimie structurale.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette matière a pour objectif d’initier les étudiants à la maîtrise des principales approches expérimentales utilisées en biochimie, en développant leur capacité à concevoir, réaliser et interpréter des protocoles expérimentaux. À travers une progression méthodologique adaptée, il vise à renforcer les compétences pratiques nécessaires à l’étude des biomolécules, en insistant sur la rigueur scientifique, l’analyse critique des résultats et l’acquisition des bonnes pratiques de laboratoire. À l’issue de cette formation, l’étudiant acquiert les différentes techniques de base de la biochimie.

    Programme

    Contenu de la matière

    Atelier 1 : Préparation des solutions

    Rappel sur l’expression des concentrations (notions de molarité, molalité, normalité, dilution…)

    Les tampons (préparation, pKa, choix du tampon …ect)

    Manipulations de base : verrerie, volumes et pipetage

    Atelier 2 : Méthodes de précipitation des protéines

    Effet du pH (pI)

    Précipitation par sels (salting-out)

    Précipitation par solvants (éthanol)

    Atelier 3 : Dosage des protéines par méthodes spectrophotométriques

    Méthode de Lowry

    Méthode de Bradford

    Atelier 4 : Chromatographie d’exclusion de taille

    Démonstration par séparation de molécules colorées (Bleu de dextran / Fluorescéine)

    Application à la purification de protéines

    Analyse des fractions collectées par spectrophotométrie

    Atelier 5 : Chromatographie échangeuse d’ions

    Application à la purification de protéines du lactosérum

    Analyse des fractions collectées par spectrophotométrie

    Chromatographie d’affinité (IMAC : Enseignement théorique)

    Atelier 6 : Electrophorèses des protéines en condition dénaturante : SDS-PAGE

    Tricine-SDS-PAGE (Electrophorèses des peptides : Enseignement théorique)

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Compte rendu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  7. Épigénétique
    2 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: 01h30Autres heures: 25h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Épigénétique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Connaissance des mécanismes moléculaires lié à la transcription des gènes.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    L’épigénétique est la science qui étudie les modifications héréditaires de l’expression des gènes sans altération de la séquence d’ADN. Ce module vise à fournir aux étudiants une compréhension approfondie des mécanismes épigénétiques, de leur rôle dans le contrôle de l'expression génique, et de leur implication dans les processus physiologiques et pathologiques. Cette unité d’enseignement offre un panorama actualisé et structuré des principaux mécanismes épigénétiques impliqués dans la régulation de l’expression génique ainsi que dans la préservation de l’intégrité du génome eucaryotique.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Introduction à l'Épigénétique

    Fondements conceptuels et historiques

    Définition et concepts clés

    Historique et évolution du domaine

    Architecture de la chromatine et organisation nucléaire

    Structure et niveaux d'organisation de la chromatine

    Techniques d'étude de la structure chromatinienne

    Chapitre 2 : Modifications des histones et mécanismes de reconnaissance

    Modifications des histones

    Structure, diversité et nomenclature des histones

    Modifications post-traductionnelles des histones

    Enzymes responsables des modifications d'histones

    Mécanismes de reconnaissance des modifications d'histones

    Domaines protéiques de reconnaissance

    Code épigénétique des histones

    Complexes protéiques associés aux modifications d'histones

    Chapitre 3 : Méthylation de l'ADN et rôle des ARN non-codants

    Méthylation de l'ADN et modifications apparentées

    Biochimie et distribution de la méthylation de l'ADN

    5-méthylcytosine (5mC) et ses dérivés

    Distribution génomique (îlots CpG, régions intergéniques)

    Méthylation symétrique et asymétrique

    Méthylation non-CpG dans les cellules souches et neurones

    Machinerie enzymatique de la méthylation de l'ADN

    ADN méthyltransférases de maintien (DNMT1)

    ADN méthyltransférases de novo (DNMT3A, DNMT3B)

    DNMT3L et autres cofacteurs

    Ciblage et régulation de l'activité des DNMTs

    Déméthylation de l'ADN : mécanismes actifs et passifs

    Protéines reconnaissant la méthylation de l'ADN

    ARN non-codants et épigénétique

    Types d'ARN non-codants impliqués dans la régulation épigénétique

    Longs ARN non-codants (lncRNAs)

    Petits ARN interférents (siRNAs)

    microARNs (miRNAs)

    ARN circulaires et autres classes émergentes

    Mécanismes d'action épigénétique des ARN non-codants

    Recrutement des machineries de modification de la chromatine

    Échafaudage moléculaire et formation de compartiments nucléaires

    Ciblage de séquences spécifiques par complémentarité

    Interactions avec les facteurs de transcription

    Exemples de régulation épigénétique par ARN non-codants

    XIST et l'inactivation du chromosome X

    HOTAIR et régulation des gènes HOX

    siARNs et formation de l'hétérochromatine

    Régulation par les ARN circulaires

    Chapitre 4 : Épigénétique du Développement et de la Différenciation

    Reprogrammation épigénétique

    Différenciation cellulaire et plasticité

    Chapitre 5 : Épigénétique Environnementale et transgénérationnelle

    Influence de l'environnement sur l'épigénome

    Facteurs environnementaux modulant l'épigénome

    Mécanismes moléculaires de réponse épigénétique à l'environnement

    Principes et preuves de l'hérédité épigénétique

    Mécanismes potentiels de transmission épigénétique transgénérationnelle

    Chapitre 6 : Épigénétique des Pathologies

    Cancer

    Maladies métaboliques

    Maladies cardiovasculaires

    Maladies neurodégénératives

    Chapitre 7 : Techniques d'Étude de l'Épigénome

    Méthodes d'analyse des modifications d'histones

    Méthodes d'analyse de la méthylation de l'ADN

    Approches à cellule unique

    Chapitre 8 : Thérapies épigénétiques et nouvelles technologies

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  8. Cytogénétique
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 15h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    Cytogénétique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Bases de génétique générale, biologie cellulaire et biologie moléculaire.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    La matière « Cytogénétique » vise à transmettre aux étudiants les connaissances de base nécessaires à la compréhension des structures, du comportement et des anomalies des chromosomes chez différents organismes, qu’ils soient humains, animaux, végétaux ou unicellulaires (comme les levures). Le cours couvre les méthodes de cytogénétique conventionnelle et moléculaire, ainsi que les technologies génétiques modernes. Il aborde les principes fondamentaux de l'organisation chromosomique, la détection et l'identification des anomalies chromosomiques, leur mode de survenue, ainsi que la nomenclature utilisée pour les décrire. Une attention particulière est portée aux applications de la cytogénétique tant en recherche fondamentale qu'en biologie appliquée.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Généralités, bases fondamentales et définitions

    Définitions essentielles en cytogénétique

    Organisation structurelle et fonctionnelle de la chromatine

    Composition de la chromatine

    Structure de la chromatine

    Étapes de la condensation chromatinienne

    Chapitre 2 : Structures chromosomiques spécialisées

    Télomères

    Structure des télomères

    Réplication des extrémités télomériques et rôle de la télomérase

    Fonctions biologiques des télomères

    Centromères

    Structure des régions centromériques

    Le paradoxe du centromère

    Chapitre 3 : Anomalies chromosomiques

    Nomenclature internationale en cytogénétique humaine

    Règles générales

    Symboles et désignations spécifiques

    Anomalies chromosomiques de nombre

    Non-disjonction méiotique

    Anomalies liées à la fécondation

    Mosaïques chromosomiques

    Anomalies chromosomiques structurales

    Translocations réciproques

    Translocations robertsoniennes

    Délétions

    Microdélétions

    Chromosomes en anneau

    Inversions

    Isochromosomes

    Insertions

    Duplications

    Chromosomes dicentriques

    Remaniements complexes

    Chromosomes marqueurs

    Fragments « double minute »

    Chapitre 4 : Méthodes de cytogénétique

    Hétérogénéité des protocoles cytogénétiques selon les organismes

    Mammifères

    Plantes

    Levures

    Autres organismes

    Facteurs influençant les différences techniques

    Interprétation des caryotypes

    Méthodes de cytogénétique moléculaire

    FISH sur métaphase

    FISH haute résolution

    FISH Chromoprobe T

    M-FISH et SKY (Spectral Karyotyping)

    M-Banding FISH

    CGH sur métaphase

    CGH array (puces à ADN)

    PRINS (Primed In Situ Labeling)

    MLPA (Multiplex Ligation-dependent Probe Amplification)

    Chapitre 5 : Anomalies chromosomiques dans les maladies génétiques humaines et les cancers

    Altérations du caryotype par gain ou perte de chromosomes

    Altérations de l'architecture interne des chromosomes

    Chapitre 6 : Apports de la cytogénétique à la biologie moléculaire des animaux, des plantes et des levures

    Cytogénétique animale

    Diagnostic des maladies génétiques

    Études évolutives et phylogénétiques

    Cytogénétique végétale

    Amélioration variétale

    Études d’évolution végétale (origine des espèces polyploïdes)

    Suivi cytogénétique des hybrides interspécifiques

    Cytogénétique chez les levures

    Études sur la compaction différentielle des chromosomes en fonction des phases du cycle cellulaire chez la levure

    Modélisation de maladies humaines liées à l'instabilité chromosomique

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  9. English for biologists - Elementary
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 05h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S2
    English for biologists - Elementary

    Repères

    Connaissances préalables recommandées
    Prior knowledge of basic English.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    The objective of this course is to provide students with a solid foundation for communicating (both written and spoken) in English.

    Programme

    Contenu de la matière

    Unit 1: Tell me what’s it like

    Grammar: What it's like to? Comparative and superlative adjectives in biology.

    Vocabulary: Talking about modern life.

    Reading: “A story of two bacteria belonging to the same genus” - beneficial/pathogenic bacteria.

    Speaking: Comparing DNA polymerases from different microorganisms.

    Listening: Brenda Lee, Tell me what it's like.

    Writing: Describing a wetland.

    Unit 2: Asking scientific questions

    Grammar: Present perfect and past simple in scientific writing.

    Vocabulary: Adverbs in experimental protocols (slowly, carefully…).

    Reading: scientist interview.

    Speaking: questionnaire for research.

    Listening: an interview with an eminent molecular biologist.

    Writing: writing a research protocol.

    Unit 3: Do and don’t in the science Lab

    Grammar: Have to, got to, should, must.

    Vocabulary: Science laboratory safety symbols and hazard signs.

    Reading: What can biologist do to help protect our environment?

    Speaking: Do I need to be good at math to excel in biology? One question, many answers.

    Listening: Fire safety in the Lab.

    Writing: Should biologists have good math skills? (Argument essay).

    Unit 4: Inventions that changed the world

    Grammar: Passive voice.

    Vocabulary: past participle verbs used in scientific writing (grown, produced, cultivated, shown, made…).

    Reading: Agriculture, an invention that changed the world.

    Speaking: Passive voice battleship.

    Listening: The molecular biology.

    Writing: Writing a documentary film review.

    Évaluation

    Mode d’évaluation :

    Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc

    Génétique moléculaire des eucaryotes

    Bioinformatique

    Signalisation Cellulaire et Moléculaire

    Génie Enzymatique

    Atelier de Biologie Moléculaire 3 _ Application sur un modèle eucaryotique

    Atelier de Génie Enzymatique

    UE découverte

    Nanotechnologies au service des omiques spatiales

    Droits de Propriété Intellectuelle

    UE transversale

    Bio-programmation 1

    English for biologists – Pre-intermediate

S2

Atelier de Biologie Moléculaire 1 — Méthodes de Biologie Moléculaire

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S2
Atelier de Biologie Moléculaire 1 — Méthodes de Biologie Moléculaire

Repères

Connaissances préalables recommandées

En biologie moléculaire, génétique et biochimie.

Objectifs

Objectifs de l’enseignement

L'objectif de cet atelier est d'initier les étudiants aux techniques de base en biologie moléculaire et aux bons gestes lors de la manipulation du matériel génétique et les outils moléculaires.

Programme

Contenu de la matière

Atelier 1 : Extraction d’ADN génomique

Extraction de l’ADN génomique à partir

Du sang

D’un tissu animal

D’un tissu végétal

De bactéries : gram + et gram -

De champignons

Extraction de l’ADN plasmidique bactérien

Atelier 2 : Extraction d’ARN

Atelier 3 : Tests quantitatifs et qualitatifs des acides nucléiques

Dosage des acides nucléiques par spectrophotométrie

Electrophorèse sur gel d’agarose

Atelier 4 : PCR (Polymerase Chain Reaction)

PCR conventionnelle

PCR en temps réel

RT-PCR (Reverse Transcription Polymerase Chain Reaction)

PCR nichée

PCR à gradient de température.

Touch down PCR

Atelier 5 : Restriction enzymatique

Digestion aléatoire du génome d’E. coli

Etablissement d’une carte de restriction

Évaluation

Mode d’évaluation : Compte rendu : 60 % ; Examen : 40 %.

Références

Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
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Semestre 310 matières
  1. Génétique moléculaire des eucaryotes
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Génétique moléculaire des eucaryotes

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Génétique, biologie cellulaire, biologie moléculaire

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette unité s’articule autour les aspects des mécanismes génétiques et moléculaires chez les eucaryotes. Elle mettra le point sur les principaux modèles utilisés en génétique des eucaryotes et leurs rôles dans la compréhension des différents mécanismes biologiques. Les mécanismes moléculaires des maladies humaines du cancer seront détaillés.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Modèles de génétique des eucaryotes

    Le nématode Caenorhabditis elegans

    Un organisme modèle en génétique moléculaire. Comment son étude permet la compréhension de l'élaboration d'un organisme pluricellulaire.

    Levures

    Description des levures S. cerevisiae et S. pombe comme modèles pour étudier les principes fondamentaux de biologie cellulaire. Des cribles génétiques classiques pour mutations conditionnelles léthales jusqu'aux récents développements de génétique à l'échelle du génome.

    Drosophile Drosophila melanogaster

    Aperçu de la Drosophile comme modèle pour étudier les voies de signalisation, le développement, la neurobiologie, l'immunologie

    Aperçu du génome de la Drosophile, des chromosomes (y compris les « balancers ») et des gènes

    Cribles génétiques classiques

    Nouvelles technologies pour contrôler l'expression spatiale et temporelle des gènes (système GAL4/UAS, FLP/FRT)

    Utilisation de ces technologies pour cribles génétiques mosaïques, surexpression

    Souris Mus Musculus

    Un organisme modèle intéressant pour sa proximité fonctionnelle de l'organisme humain. Les diverses approches de mutagenèse et d'analyses.

    Intérêt pour l'étude de fonctions complexes (e.g. développement placentaire, homéostasie cellulaire, homéostasie métabolique).

    Développement de nouveaux outils.

    Les plantes

    Arabidopsis thaliana comme plante modèle des biologistes moléculaires du fait de la taille de génome, de sa facilité de culture en laboratoire, sa rapidité de développement et sa prolificité.

    Introduction d'autres plantes modèles, comme le riz pour les monocotylédones et Physcomitrella patens pour les bryophytes.

    Descriptions des principaux outils de génétique moléculaire utilisés pour l'étude des plantes modèles.

    Chapitre 2 : les bases moléculaires des maladies génétiques humaines

    Clonage positionnel

    Anomalies chromosomiques

    Stratégies d’identification des gènes de maladie indépendantes de la position

    Comment tester un gène candidat défini par clonage positionnel

    Identification des variants responsables à partir des études d’association

    Huit exemples d’identification de gènes responsables de maladies :

    Étude de cas 1 : la dystrophie musculaire de Duchenne

    Étude de cas 2 : la mucoviscidose

    Étude de cas 3 : le syndrome branchio- oto- rénal

    Étude de cas 4 : déficit multiple en sulfatase

    Étude de cas 5 : persistance de la lactase intestinale

    Étude de cas 6 : le syndrome CHARGE

    Étude de cas 7 : cancer du sein

    Étude de cas 8 : la maladie de Crohn

    Progrès de l’identification des gènes responsables des maladies

    Maladie d’Alzheimer

    Dégénérescence maculaire liée à l’âge

    Eczéma (dermatite atopique)

    IA pour la prédiction de maladies (TPOT,AutoML)

    Chapitre 3. Génétique du cancer

    Développement du cancer

    Oncogènes

    Gènes suppresseurs de tumeurs

    Anomalies de la régulation du cycle cellulaire dans le cancer

    Instabilité du génome

    Cancer et étude du génome entier

    Comprendre le développement en plusieurs étapes d’une tumeur

    Intégration des données : le cancer en termes de biologie cellulaire

    IA pour le diagnostic précoce et la détection des biomarqueurs du cancer (PathAI, IBM Watson for Oncology)

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc
  2. Bioinformatique
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 03h00Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Bioinformatique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Connaissances de base en informatique, biologie moléculaire et en Biochimie.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    L’objectif de ce cours est de fournir un enseignement théorique et pratique de l’usage des outils bioinformatiques et des bases de données qui facilitent l’étude des concepts de biologie moléculaire et de l’évolution.

    Programme

    Contenu de la matière :

    Programme des cours

    Chapitre 1 : Les bases de la bioinformatique

    Informatique en biologie et médecine ;

    Introduction aux systèmes Unix et Linux et aux commandes de base ;

    Concepts de base de données ;

    Bases de données de protéines et d'acides nucléiques ;

    Bases de données structurelles ;

    DTD XML biologiques ;

    Bases de l'algorithme de correspondance de motifs ;

    Bases de données et outils de recherche : contexte biologique pour l'analyse des séquences ;

    Identification de la séquence protéique à partir de la séquence d'ADN ;

    Recherche de bases de données séquence similaire ;

    NCBI ;

    Outils accessibles au public ;

    Ressources à l’EBI ;

    Ressources sur le Web ;

    Outils d'exploration de base de données

    Chapitre 2 : Analyse des séquences d'ADN

    Analyse des séquences d'ADN : bases de données de séquences de gènes

    Soumission et rechercher de séquences d'ADN dans des bases de

    Alignement de séquences ;

    Techniques d'alignement par paires ;

    Découverte de motifs et prédiction de gènes ;

    Variantes structurelles locales de l'ADN, leur pertinence dans les processus au niveau moléculaire et leur identification ;

    Assemblage de données issues du séquençage du génome.

    Analyse de séquences multiples

    Analyse de séquences multiples ;

    Alignement de séquences multiples ;

    Recherche flexible de similarité de séquence avec le progiciel FASTA3 ;

    Utilisation de CLUSTALW et CLUSTALX pour l'alignement de séquences multiples ; Soumission de séquences protéiques d'ADN aux bases de données :

    Méthodes de soumission,

    SEQUIN,

    Centres de génome ;

    Soumission d'ensembles de séquences alignées,

    Mise à jour des séquences soumises,

    Méthodes d'analyse phylogénétique.

    Programme des TP :

    Recherche de séquences sur les bases de données (outil : BLAST, Genebank, Refseq)

    Désigne des amorces (outil : Primer 3)

    Simulation d’une PCR ou d’un clonage (outil : Snapgene)

    Alignement de séquence par paire et multiple (outil : BLAST)

    Construction d’un arbre phylogénétique (outil : MEGA)

    Assemblage et annotation d’un génome (outil : Geneious)

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références (Livres et polycopiés, sites internet, etc)
  3. Signalisation Cellulaire et Moléculaire
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Signalisation Cellulaire et Moléculaire

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Cette unité nécessite en particulier des connaissances dans la biochimie structurale et l’enzymologie, des connaissances en biologie moléculaire.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Au terme de cette matière, l’étudiant aura acquis les bases moléculaires de la transmission des signaux et leur transduction jusqu’au noyau. Cette UEF permettra en même temps de comprendre la modulation de l’activité des gènes en réponse à des signaux extracellulaires.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Rappel sur l’organisation moléculaire des biomembranes

    Structure des biomembranes

    Asymétrie de composition et de répartition des lipides membranaires

    Répartition des protéines membranaires

    Fluidité membranaire

    Mécanismes d’adressage

    Trafic vésiculaire intracellulaire des protéines

    Modifications post-traductionnelles des protéines

    Lipidation

    Glycosylation

    Chapitre 2 : Récepteurs membranaires et molécules de signalisation intracellulaires

    Récepteurs membranaires et leurs ligands

    Caractéristiques des récepteurs

    Classification des récepteurs selon leur localisation

    1.2.1. Récepteurs nucléaires

    1.2.2. Récepteurs membranaires

    Types de récepteurs membranaires

    1.3.1. Récepteurs canaux ioniques

    1.3.2. Récepteurs couplés aux protéines G (GPCR)

    1.3.3. Récepteurs à activité enzymatique intrinsèque

    Récepteurs tyrosine kinase (RTK)

    Récepteurs à activité sérine/thréonine kinase

    1.3.4. Récepteurs à activité guanylate cyclase

    1.3.5. Récepteurs couplés à une tyrosine kinase

    1.3.6. Récepteurs couplés à une sérine/thréonine kinase

    Schéma général d’une voie de signalisation

    Réseau de molécules de signalisation intracellulaires

    Principales protéines adaptatrices

    Domaines d’interaction protéine-protéin

    Domaines SH (Src Homology Domain)

    Domaines PTB (PhosphoTyrosine Binding)

    3.1.2. Protéines adaptatrices à domaines SH2

    Protéine Grb2

    Protéine Shc

    Petites protéines G monomériques

    3.2.1. Superfamille des protéines Ras

    3.3. Protéines régulatrices associées aux petites protéines G

    3.3.1. Protéines d’échange GEP (GTP/GDP Exchange proteins)

    3.3.2. Protéine GAP (GTPase-Activating Proteins)

    3.4. Enzymes et Seconds messagers intracellulaires

    3.4.1. Propriétés d’un second messager

    3.4.2. Réactions de synthèse des seconds messagers et enzymes

    AMPcyclique et adénylate cyclase

    Diacyl glycérol (DAG), inositol triphosphate (IP3) et phospholipases C

    Phosphatidyl inositol triphosphate (PIP2) et PI3-Kinase

    GMPcyclique et guanylate cyclase

    Protéines kinases

    Réactions de phosphorylation et les domaines kinases

    Principales protéines kinases

    Protéine kinase A (PKA)

    Protéine kinase C (PKC)

    Protéine kinase B (Akt)

    Mitogen-activated protein kinases (MAPK)

    Chapitre 3 : Bases moléculaires de signalisation par les récepteurs Tyrosine kinase

    Mécanismes d’activation des récepteurs Tyrosine kinase (RTK)

    Dimérisation des récepteurs

    Transphosphorylation des récepteurs

    Activation de la cascade des Mitogen-Activated Proteins kinases (MAP Kinases)

    Facteurs de transcription activés par les MAP kinases : AP1 (Activator Protein-1)

    Activation de la voie de la phosphatidyIinositol-3-kinase (PI3K)

    Activité lipide kinase de la PI3K

    Classes de la PI3K

    Classe IA

    Classe IB

    Rôle des sous-unités de la PI3K

    Mécanismes d’activation de la PI3K par les RTK

    Activation directe

    Activation par la protéine adaptatrice IRS (insulin receptor substrate 1)

    Activation par la protéine Ras

    Recrutement de la PDK (Phosphoinositide-dependent kinase 1)

    Activation de la protéine Akt (PKB)

    Chapitre 4 : Voies de signalisation par les récepteurs couplés aux protéines G

    Protéines hétérotrimériques G

    Structure des protéines G (sous-unités , et )

    Les protéines G et sous-unités : s, i, q et12

    Cycle d’activation/inactivation de la protéine G

    Activation de l’adénylate cyclase par la sous-unité s de la protéine G

    Activation de la phospholipase C (PLC) par la sous-unité q de la protéine G

    4.1. Libération des seconds messagers : Diacylglycérol (DAG), inositol- triphosphate (IP3)

    4.2. DAG et activation de la Protéine kinase C (PKC)

    4.3. IP3 et mobilisation du calcium intracellulaire

    Implication de la sous-unité de la protéine G dans l’activation de la PI3-Kinase

    Facteurs de transcription CREB

    Chapitre 5 : Facteurs de transcription dépendant du signal

    Classification simplifiée des facteurs de transcription

    Facteurs de transcription constitutivement actifs

    Facteurs de transcription régulés

    Facteurs de transcription régulés par un signal membranaire

    Facteurs à localisation nucléaire (C/EBP, AP1)

    Facteurs à localisation cytoplasmique

    STAT (Signal Transducer and Activator of Transcription)

    SMAD (Sma et Mad)

    NF-B (Nuclear Factor-B)

    Activation des facteurs de transcription STAT par la voie des cytokines

    Définition et classes de cytokines

    Récepteurs couplés à une tyrosine kinase cytoplasmique JAK (Janus kinase)

    Membres de la famille JAK

    Activation des récepteurs par les kinases JAK

    Transmission du signal par les STAT

    Membres de la famille des STAT

    Structure des protéines STAT

    Activation des STAT et translocation vers le noyau

    Activation de la voie JAK/STAT par l’IL-6

    Activation de la voie JAK/STAT par l’IFN-

    Activation des facteurs de transcription SMAD par le TGF-

    Membre de la famille des SMAD

    Structure des protéines SMAD

    Voie canonique d’activation des SMAD par les Récepteurs sérine/thréonine kinase

    Voie canonique d’activation du NF-B par l’IL-1 et le TNF-

    4.1. NF-B

    4.1.1. Membres de la famille du NF-B

    4.1.2. Caractéristiques structurales du NF-B

    4.1.3. Protéines inhibitrices IB ( et )

    4.1.4. Kinase IKK (IB kinase)

    4.2. Activation du NF-B par l’IL-1

    4.2.1. Complexe du récepteur de l’IL-1

    4.2.2. Voie de signalisation de l’IL-1 MyD- dépendante

    4.3. Activation du NF-B par le TNF-

    4.3.1. Récepteurs du TNF-

    4.3.2. Voie de signalisation par le récepteur de type 1 du TNF-

    4.4. Gènes de réponse au NF-B

    Chapitre 6 : Apports de l’intelligence artificielle dans l’étude des voies de signalisation cellulaire

    Analyse des réseaux d’interactions protéiques avec STRING

    Fonctionnement de STRING : sources de données, scores de confiance

    Visualisation d’un réseau de signalisation (ex : voie MAPK)

    Interprétation des connexions : protéines centrales, hubs, complexe

    Enrichissement fonctionnel et exploration des voies avec ShinyGO

    Concept de Gene Ontology (GO) et de pathways (KEGG, Reactome)

    Analyse d’un jeu de données (liste de gènes/protéines)

    Identification des voies de signalisation significativement enrichies

    Prédiction de la structure 3D des protéines de signalisation avec AlphaFold

    De la séquence à la structure : principes de la prédiction

    Utilisation de la base AlphaFold Protein Structure Database

    Identification des domaines fonctionnels (ex : domaines kinases, SH2, etc.)

    Cas pratique : visualisation d'une protéine clé dans PyMOL ou ChimeraX

    Étude de cas intégrée : Voie PI3K-AKT

    Reconstitution du réseau avec STRING

    Enrichissement des fonctions associées avec ShinyGO

    Visualisation de la structure d’AKT ou de PI3K via AlphaFold

    Discussion : apport combiné des outils pour comprendre la régulation cellulaire

    Limites, perspectives et ouverture vers la recherche

    Limites des données et interprétation des résultats

    Complémentarité avec les approches expérimentales

    IA générative et modélisation prospective des voies de signalisation

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  4. Génie Enzymatique
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Génie Enzymatique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Une maîtrise des bases en physique (mécanique des fluides, thermodynamique), chimie (réactions et équilibres), biochimie, microbiologie et enzymologie est recommandée.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Ce cours vise à former des ingénieurs en génie capables de concevoir, modéliser et optimiser des procédés biotechnologiques industriels. En s’appuyant sur une approche intégrant les principes de la thermodynamique et de la cinétique, couplés à l'analyse des phénomènes de transfert de la matière, de l'énergie et du moment, ainsi qu’à des applications pratiques, les étudiants acquerront les compétences nécessaires pour dimensionner différents types de bioréacteurs (batch, continu, à recyclage) et analyser précisément les phénomènes impliqués dans la production de substances utiles ou la dégradation de polluants.

    La formation préparera spécifiquement les étudiants aux activités professionnelles dans les bio-industries, en développant leur capacité à modéliser l’ensemble des composantes des systèmes de bioréaction (y compris les opérations annexes, telles que la stérilisation) et à évaluer leurs performances. Elle repose principalement sur une combinaison d’approches théoriques et d’études de cas concrets, permettant l’analyse des aspects technico-économiques des procédés et le développement d’une vision critique, indispensable à la résolution des défis contemporains dans le domaine.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Introduction générale

    Génie enzymatique

    Génie biologique

    Chapitre 2 : Réacteurs et processus réactionnels

    Définition d’un réacteur chimique

    Classification des réacteurs

    La nature du milieu réactionnel

    Le mode de fonction du réacteur

    Le mode d’activation et de transformation chimique

    Définition des grandeurs réactionnelles

    Taux de conversion

    Avancement

    Temps de séjour

    Processus microbiologiques

    Rendements des processus biologiques en réacteur : modèles cinétiques de la croissance microbienne

    Modèle cinétique de la croissance bactérienne en mode discontinu

    Modèle cinétique de la croissance bactérienne en mode continu

    Rendements des processus biologiques en réacteur discontinu et continu

    Rendement de conversion d'un substrat en biomasse

    Rendement de production d’un métabolite

    Chapitre 3 : Modélisation du réacteur

    Modélisation du réacteur à milieu non-renouvelé

    Modélisation d'un système biologique continu, infiniment mélangé sans et avec recyclage

    Le mode continu sans recyclage de la biomasse

    Le mode continu avec recyclage de la biomasse

    Les systèmes continus infiniment mélangés à deux étapes

    Chapitre 4 : Processus en réacteurs enzymatiques

    Réacteurs enzymatiques et concept d’immobilisation enzymatique

    Réacteurs à lit fixe

    Réacteurs à lit fluidisé

    Immobilisation des enzymes

    Dimensionnement des bioréacteurs enzymatiques

    Dispositif de la bioréaction

    Double enveloppe du réacteur

    Système d’agitation

    Performances des processus au sein de bioréacteurs enzymatiques

    Performances cinétiques

    Détection de l’activité enzymatique

    Chapitre 5 : Stérilisation

    Processus de stérilisation

    Stérilisation par autoclave

    Contrôle permanant du cycle de stérilisation

    Procédés de stérilisation

    Système discontinu fermé

    Stérilisation à l’oxyde d’éthylène

    Système continu

    Stérilisation par chaleur sèche

    Chapitre 6 : Transposition de l'échelle du laboratoire via l'échelle pilote à l'échelle industrielle (scale-up)

    Etapes de scale-up

    Enjeux liés à l’extrapolation d’un bioprocédé

    Critiques d’ordre chimique

    Critiques d’ordre physique

    Résolution et limitation des impacts des points critiques lors de la mise à l’échelle

    Du laboratoire à l'industrie : Étude de cas sur la synthèse d’un polymère 6.2.1 Critiques d’ordre biologique

    Chapitre 7 : Génie des bioséparations

    Classification des procédés de bioséparation

    Procédés à séparation mécanique

    Mouillabilité

    Masse volumique

    Taille des particules

    Mobilité électrique

    Procédés à séparation par diffusion

    Chapitre 8 : Procédé de récupération idéalisé

    Etapes du procédé de récupération idéalisé

    Séparation primaire ou récolte

    Filtration

    Lyse acide/agent tensioactif et absorption de phase organique

    Floculation et précipitation

    Isolement ou capture de la molécule cible

    Chromatographie d’échange d’ions

    Chromatographie d’affinité

    Purification

    Polissage

    Chromatographie d'exclusion de taille

    Chromatographie d’interaction hydrophobe

    Bioconjugaison et formulation

    Chapitre 9 : Dispositifs de séparation en culture cellulaire industrielle

    Réacteur continu perfusé à rétention cellulaire

    Réacteur continu perfusé à rétention cellulaire muni de fibres creuses ou de membranes

    Dispositif continu perfusé à rétention cellulaire par des ondes ultrasonores résonantes

    Chapitre 10 : Analyse critique des réacteurs de perfusion à rétention cellulaire en contexte industriel

    Avantages de chaque design dans un contexte industriel

    Réacteur continu perfusé à rétention cellulaire muni de fibres creuses ou de membranes

    Réacteur continu perfusé à rétention cellulaire par des ondes ultrasonores résonantes

    Limitations de chaque design dans un contexte industriel

    Réacteur continu perfusé à rétention cellulaire muni de fibres creuses ou de membranes

    Réacteur continu perfusé à rétention cellulaire par des ondes ultrasonores résonantes

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc

    Nehal, F. Polycopié pédagogique. Cours de génie enzymatique. L3 Biotechnologie microbienne. Université Hassiba Ben Bouali- Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie- Département des Sciences Agronomiques et Biotechnologies. 2020/2021.

    Cesari, L., Chamayou, A., Cognet, P., Debacq, M., Schaer, É. and Vitu, S. Génie de la réaction chimique : Les réacteurs homogènes [En ligne]. 2023/2024.

    Ennabili, A. 2018. Biological Engineering (Course Notes). Journal of Biological Engineering. 15(3) : 45-60. DOI: 10.13140/RG.2.2.19054.25929.

    Nehal, F. Polycopié pédagogique. Cours de génie enzymatique. L3 Biotechnologie microbienne. Université Hassiba Ben Bouali- Faculté des Sciences de la Nature et de la Vie- Département des Sciences Agronomiques et Biotechnologies. 2020/2021.

    Cesari, L., Chamayou, A., Cognet, P., Debacq, M., Schaer, É. and Vitu, S. Génie de la réaction chimique : Les réacteurs homogènes [En ligne]. 2023/2024.

    Ennabili, A. 2018. Biological Engineering (Course Notes). Journal of Biological Engineering. 15(3) : 45-60. DOI: 10.13140/RG.2.2.19054.25929.

    Spahn, C. and Minteer, S.D. 2008. Enzyme immobilization in biotechnology. Recent patents on engineering. 2:195-200. DOI : 10.2174/187221208786306333.

    Wenzheng, Z., Liangwei, Dong. and Yueli, H. 2024. Self-tuning control of steam sterilizer temperature based on fuzzy PID and IPSO algorithm. Journal of Measurements in Engineering. 2424-4635. DOI : 10.21595/jme.2024.24134.

  5. Atelier de Biologie Moléculaire 3 _ Application sur un modèle eucaryotique
    6 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 60h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 04h00Autres heures: 80h00

    Évaluation: contrôle continu 60% · examen 40%

    Explorer la matière
    S3
    Atelier de Biologie Moléculaire 3  — Application sur un modèle eucaryotique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    L'objectif de cet atelier est de familiariser les étudiants avec diverses techniques fondamentales de biologie moléculaire, en particulier celles basées sur la réaction de polymérisation en chaîne (PCR), telles que la PCR-RFLP, la PCR multiplex et la PCR allèle spécifique. L’atelier abordera également plusieurs applications pratiques de ces techniques chez les eucaryotes, notamment pour le diagnostic des maladies héréditaires, la détection de polymorphismes génétiques et l’établissement de liens de parenté.

    Programme

    Contenu de la matière

    Atelier 1 : Extraction de l’ADN génomique

    Atelier 2 : Tests quantitatifs et qualitatifs des ADN extraits

    Atelier 3 : PCR-RFLP

    Atelier 4 : PCR Multiplex

    Atelier 5 : PCR Allèle Spécifique

    Atelier 6 : PCR-SSCP

    Atelier 7 : qPCR

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Compte rendu : 60 % ; Examen : 40 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  6. Atelier de Génie Enzymatique
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 03h00Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 100% · examen

    Explorer la matière
    S3
    Atelier de Génie Enzymatique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Une maîtrise des bases en enzymologie fondamentale, biochimie et en microbiologie est recommandée.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    La purification des protéines est un ensemble de procédés visant à isoler une protéine spécifique à partir d’un mélange complexe. Ce processus est particulièrement crucial dans le cas des enzymes, dont la purification est indispensable pour leur caractérisation ainsi que pour leurs applications en recherche fondamentale, en biotechnologie et en médecine. La purification se déroule en plusieurs étapes successives, parmi lesquelles on retrouve : l’extraction initiale, la précipitation différentielle, la dialyse, ainsi que diverses techniques de chromatographie.

    Cet atelier a pour objectif de fournir aux étudiants des bases solides pour comprendre et maîtriser les différentes étapes de la purification enzymatique, ainsi que les paramètres clés permettant d’en évaluer l’efficacité.

    Programme

    Contenu de la matière

    Techniques expérimentales

    L'atelier de génie enzymatique permet d'appliquer plusieurs techniques clés telles que :

    Dosage de l’activité enzymatique à l’aide d’une méthode appropriée, en fonction de l’enzyme étudiée et extraite.

    Dosage des protéines totales par la méthode Bradford.

    Production de l’enzyme par fermentation submergée (smf).

    Précipitation fractionnelle au sulfate d’ammonium.

    Elimination du sel par dialyse, suivie de chromatographies par exclusion de taille (filtration sur gel) et par affinité.

    Évaluation

    Évaluation de la purification par électrophorèse sur gel de polyacrylamide en présence de SDS (SDS-PAGE) ; le mot « agarose » dans le texte source est une erreur.

    Organisation et déroulement des ateliers

    Atelier 1 : Préparation des solutions et milieux de culture

    Ouverture et explication

    Rappels sur la sécurité au laboratoire

    Atelier 2 : Production de l’enzyme par fermentation par fermentation submergée (ex. α-amylase bactérienne, fongique ou autre enzyme)

    Mise en évide de la production de l’enzyme (test qualitatif, ex. test d’hydrolyse de l’amidon).

    Extraction de l’enzyme.

    Dosage enzymatique et protéique (test quantitatif).

    Atelier 3 : Purification de l’enzyme

    Précipitation fractionnelle au sulfate d’ammonium.

    Elimination du sulfate d’ammonium par dialyse.

    Chromatographie d'exclusion de taille.

    Chromatographie d’affinité.

    Atelier 4 : Evaluation de la purification

    Tableau de purification.

    SDS-PAGE.

    Atelier 5 : Caractérisation de l’enzyme et détermination de l’effet des paramètres physico-chimiques sur l’activité et la stabilité de l’enzyme

    Atelier 6 : Détermination des paramètres cinétiques de l’enzyme

    Evaluation, débat et clôture.

    Mode d’évaluation : Evaluation continue 100 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Abedi, E., Sayadi, M. and Pourmohammadi, K. 2022. Effect of freezing-thawing pre-treatment on enzymatic modification of corn and potato starch treated with activated α-amylase: Investigation of functional properties. Food Hydrocolloids. 129 :107676. DOI : 10.1016/j.foodhyd.2022.107676.

    Bilyera, N. and Kuzyakov, Y.2024. Soil zymography: A decade of rapid development in microbial hotspot imaging. Soil Biology and Biochemistry. 189 : 109264. DOI :10.1016/j.soilbio.2023.109264.

    Bradford, M.M. 1976. A rapid and sensitive method for the quantitation of microgram quantities of protein utilizing the principle of protein-dye binding. Analytical Biochemistry. 72: 248-254. DOI :10.1006/abio.1976.9999.

    Dou, S., Chi, N., Zhou, X., Zhang, Q., Pang, F. and Xiu Z. 2018. Molecular cloning, expression, and biochemical characterization of a novel cold-active alpha-amylase from Bacillus sp. dsh19-1. Extremophiles. 22 : 739-749. DOI: 10.1007/s00792-018-1034-7.

    Grodzki, A.C. and Berenstein, E. 2010. Antibody purification: Ammonium sulfate fractionation or gel filtration. Methods in Molecular Biology. 15-26. DOI : 10.1007/978-1-59745-324-0_3.

    Huda, B., Bist, V., Rastogi, S., Kumar, P., Singh, P.C. and Suchi Srivastava, S. 2023. Microbial enzymes and their budding roles in bioremediation: Foreseen tool for combating environmental pollution. Eds. : In Veet Kumar, M., Bilal, S., Shahi, K. and Garg, V. Metagenomics to Bioremediation. Academic Press. 157-181. DOI :10.1016/B978-0-323-96113-4.00017-2.

    Jahir A.K. and Ruchika P. 2011. A study on partial purification and characterization of extracellular amylases from Bacillus subtilis. Pelagia Research Library. 2 (3): 509-528.

    Jaiswal, N. and Jaiswal, P. 2024. Thermostable α-Amylases and Laccases: Paving the Way for Sustainable Industrial Applications. Processes. 12(7) : 1341. DOI :10.3390/pr12071341.

    Laemmli, U.K.J.n. 1970. Cleavage of structural proteins during the assembly of

    the head of bacteriophage T4. Nature . 227(5259): 680-685. DOI: 10.1038/227680a0.

  7. Nanotechnologies au service des omiques spatiales
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 15h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Nanotechnologies au service des omiques spatiales

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Bases en biologie moléculaire et en transcriptomique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette unité d’enseignement explore les apports récents des nanotechnologies appliquées aux approches omiques spatiales. Elle permet aux étudiants de se familiariser avec les fondements scientifiques de cette intégration innovante, en mettant l’accent sur le rôle des nanodispositifs dans des plateformes avancées telles que Visium, CosMx, Merscope ou Xenium. L’accent est mis sur leur contribution à l’amplification du signal, à la détection moléculaire de haute précision et aux analyses single-cell. L’objectif est d’offrir une compréhension approfondie des potentialités biomédicales de ces technologies dans des domaines tels que le cancer, les maladies neurologiques, l’immunologie ou encore la médecine personnalisée.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Fondamentaux des nanotechnologies appliquées à la biologie

    Définitions, échelles et propriétés des nanomatériaux.

    Historique et développement de la nanobiotechnologie en biologie

    Approches de fabrication : Top-down vs Bottom-up

    Exemples en biotechnologie (nanoparticules polymériques, liposomes, quantum dots, etc.)

    Fonctionnalisation des nanoparticules pour des applications biologiques

    Modifications de surface

    Ciblage cellulaire,

    Fluorescence

    Conjugaison moléculaire

    Types de nanodispositifs utilisés en biotechnologie

    Nanoparticules métalliques, polymériques, lipidiques

    Nanocapteurs

    Nanopores et nanosondes fonctionnalisées

    Les trois grands domaines des nanotechnologies

    Nanomatériaux : propriétés, synthèse, caractérisation, et applications biomédicales

    Nanoélectronique : capteurs, circuits nanoscopiques, intégration aux plateformes omiques

    Nanobiotechnologies : convergence entre nano, biologie moléculaire, et biologie spatiale

    Chapitre 2 : Introduction à la biologie spatiale omique

    Introduction aux technologies omiques spatiales

    Transcriptomique spatiale : Visium, CosMx, Xenium, Merscope

    Protéomique spatiale : MACSima, MIBIµ

    Analyse cellulaire single-cell : scRNA-seq, ATAC-seq

    Techniques associées : Immunohistochimie, RNA-seq, Multiplex imaging

    Plateformes technologiques majeures

    GeoMX Digital Spatial Profiler

    MERSCOPE et méthodes hybrides

    Visium HD, Xenium, CosMx : comparaison des performances

    Domaines d'application

    Cancer et hétérogénéité tumorale

    Neurosciences et cartographie des tissus cérébraux

    Immunologie, inflammation, maladies infectieuses

    Chapitre 3 : Nanodispositifs intégrés aux technologies omiques spatiales

    Capteurs nanoscale pour l’imagerie multiplexe et l’amplification du signal

    Nanobilles fonctionnalisées (Xenium, CosMx)

    Amplification par nanoparticules d’or ou d’argent

    Sondes multiplexées à base de nanomatériaux

    Nanostructures pour la capture, la délivrance et le marquage moléculaire

    ADN, ARN, Protéines

    Études de cas : composants nano dans Visium HD ou Xenium, contribution aux performances de détection

    Chapitre 4 : Applications biomédicales et perspectives

    Apport des nanotechnologies aux diagnostic spatial single-cell

    Défis technologiques et bioéthiques de l’intégration nano-omics

    Vers une médecine de précision augmentée par la convergence nano/omique/spatiale

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Article de type Revue scientifique

    Wang R, Hastings WJ, Saliba JG, Bao D, Huang Y, Maity S, Kamal Ahmad OM, Hu L, Wang S, Fan J, Ning B. Applications of Nanotechnology for Spatial Omics: Biological Structures and Functions at Nanoscale Resolution. ACS Nano. 2025 Jan 14;19(1):73-100. doi: 10.1021/acsnano.4c11505.

  8. Droits de Propriété Intellectuelle
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 15h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Droits de Propriété Intellectuelle

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances de base en informatique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette matière vise à initier les étudiants aux notions fondamentales de la propriété intellectuelle (PI), en mettant l’accent sur ses implications dans la recherche biologique et le développement de produits biotechnologiques. Il permettra de se familiariser avec la politique algérienne en matière de PI, de comprendre les raisons de son adoption ainsi que les grandes lignes de la réglementation sur les brevets. Les étudiants apprendront également les différentes démarches de dépôt de brevet et les types de droits de PI applicables, notamment en ce qui concerne la protection des innovations issues de la recherche biotechnologique.

    Programme

    Contenu de la matière

    1. Brevetage d'une invention

    1.1. Introduction aux droits de propriété intellectuelle

    1.2. Formes de droits de propriété intellectuelle

    A. Propriété industrielle

    - Brevet

    - Conception

    - Marque déposée

    - Indications géographiques

    B. Propriété non industrielle

    - Copyright©

    2. Histoire et évolution du droit des brevets

    2.1. Évolution des lois sur les brevets

    2.2. Histoire du système algérien des brevets

    2.3. Conventions et traités internationaux

    2.4. Lois sur les brevets dans d'autres pays

    3. Classification des brevets

    3.1. Classification des brevets en Algérie

    3.2. Classification des brevets par l'OMPI

    3.3. Catégories de brevets

    3.4. Brevets spéciaux

    3.5. Brevets de produits biologiques

    4. Dispositions législatives générales pour les brevets en Algérie

    4.1. Brevetabilité : Que peut-on breveter ?

    4.2. Ce qui ne peut être breveté

    4.3. À qui appartient le droit au brevet ?

    4.4. Qu’est-ce qu’une invention de service ?

    4.5. Unité de l’invention

    4.6. Certificat d’addition

    5. Procédures de demande et de délivrance du brevet d’invention

    5.1. Dépôt

    5.2. Examen

    5.3. Délivrance

    5.4. Maintien de la validité du brevet

    6. Système national des brevets

    6.1. Qu’est-ce que l’Institut National Algérien de la Propriété Industrielle (INAPI) ?

    6.2. Formalités liées au dépôt d’une demande de brevet d’invention

    7. Procédures de dépôt d’une demande de brevet à l’étranger

    7.1. Comment protéger mon invention dans plusieurs pays ?

    7.2. Qu’est-ce que le Traité de coopération en matière de brevets PCT ?

    7.3. Quels sont les avantages du PCT ?

    7.4. Procédure de dépôt d’une demande internationale selon PCT

    8. Détenteur du brevet : droits et devoirs

    8.1. Propriété du brevet

    8.2. Droits du titulaire du brevet et des copropriétaires

    8.3. Obligations du titulaire du brevet et des copropriétaires

    8.4. Transfert des droits de brevet

    8.5. Limitations des droits de brevet

    8.6. Restauration des brevets

    8.7. Violation des droits de brevet et infractions

    8.8. Actions contre la contrefaçon : recours/recours

    9. Brevet de formes de vie

    14.1. Introduction

    14.2. Critères d'attribution du brevet

    14.2.1. Conditions préalables à la brevetabilité

    14.2.2. Exigences essentielles pour la brevetabilité

    14.3. Brevets de cellules et de lignées cellulaires

    14.4. Brevet des gènes et des séquences d'ADN

    14.4.1. Séquences utilisées pour les tests de diagnostic

    14.4.2. Séquences utilisées comme outils de recherche

    14.4.3. Séquences utilisées en thérapie génique

    14.4.4. Séquences utilisées dans la production de protéines thérapeutiques

    14.5. Brevets d'animaux

    14.6. Protection des obtentions végétales

    14.6.1. Brevets

    14.6.2. Formes sui generis de protection des obtentions végétales : Union Internationale pour la Protection des Obtentions Végétales (UPOV)

    14.6.3. Indications géographiques

    10. Brevets en biopharmacie

    10.1. Présentation

    10.2. Produits pharmaceutiques et biopharmaceutiques

    10.2.1. Différences entre les produits biologiques et les médicaments conventionnels

    10.2.2. Biosimilaires et produits biologiques « interchangeables »

    10.3. Nécessité d'une protection de la propriété intellectuelle des produits biopharmaceutiques

    10.4. Protection par brevet pour les produits biologiques

    10.4.1. Innovation incrémentale

    10.4.2. « Evergreening »

    10.5. Protection par brevet pour les diagnostics

    10.6. L'impact de la protection par brevet dans les tests génétiques

    10.7. Accords commerciaux internationaux sur les médicaments

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  9. Bio-programmation 1
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 10h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    Bio-programmation 1

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Notions élémentaires d’algorithmique (facultatif)

    Savoir utiliser un ordinateur et naviguer dans un système de fichiers

    Des connaissances en informatique, bio-informatique, biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Initier les étudiants en biologie aux bases de la programmation en Python niveau 1, dans le but de les rendre capables de structurer un code simple, manipuler des données et automatiser des tâches basiques en lien avec leur domaine scientifique.

    Programme

    Contenu de la matière

    Introduction à la programmation

    Qu’est-ce qu’un programme ? - Langages de programmation

    Pourquoi choisir Python en biologie ?

    Exemples d'applications en science

    Installation et prise en main

    Installation d’Anaconda

    Premier script Python

    Exécution de cellules, sauvegarde, commentaires

    Variables et types de données

    Types primitifs : int, float, str, bool

    Les tuples, les ensembles, les listes, les dictionnaires

    Opérateurs mathématiques et logiques

    Expression & les instructions de bases (lecture, écriture, affectation)

    Structures de contrôle

    Instructions conditionnelles : if, elif, else

    Opérateurs de comparaison

    Structures répétitives

    Boucles for et while

    Instructions break et continue

    Parcours de listes

    Fonctions

    Définir une fonction avec def

    Paramètres et valeurs de retour

    Fichiers

    7..1. Lire et écrire des fichiers .txt et .csv

    7.2. Méthodes open(), read(), write()

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  10. English for biologists – Pre-intermediate
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h 30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 5h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S3
    English for biologists – Pre-intermediate

    Repères

    Connaissances préalables recommandées
    Prior knowledge of basic English

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    The objective of this course is to provide students with a solid foundation for communicating (both written and spoken) in English.

    Programme

    Contenu de la matière

    Unit 1: The Wonder World

    Grammar: auxiliary verbs (do, be, have), naming the tenses, questions and negatives, short answers.

    Vocabulary: social expressions.

    Reading: wonders of biology.

    Speaking: Biology Quiz (using auxiliary verbs, questions and negatives and short answers).

    Listening: Ten craziest things cells do.

    Writing: Find the mistake and correct it.

    Unit 2: Bioethics and biosecurity

    Grammar: Present tense.

    Vocabulary: Numbers in science.

    Reading: Bioethics.

    Speaking: Debate on ethics in bioengineering.

    Listening: Biosecurity.

    Writing: writing a paragraph to describe scientific facts using present tense and numbers.

    Unit 3: Telling science stories

    Grammar: Past tense.

    Vocabulary: graphical representations.

    Reading: Agro-industrial residues valorisation.

    Speaking: Debate on environmental impacts of biomass.

    Listening: Agro-industrial wastes valorisation.

    Writing: writing a paragraph to describe methods and results.

    Unit 4: Genetic engineering

    Grammar: Modal verbs.

    Vocabulary: genetic engineering vocabulary

    Reading: Can crop residues provide fuel for future transport?

    Speaking: Promoting critical thinking with English modal verbs.

    Listening: Can enzymes be reused?

    Writing: writing a paragraph about the perspectives of GMO applications using modal verbs.

    Unit 5: The future of Genetic engineering.

    Grammar: future forms

    Vocabulary: genetic engineering vocabulary

    Reading: Future trends of biotechnology.

    Speaking: What role do you think industrial biotechnology will play in the future?

    Listening: The future of genome editing.

    Writing: Write an email to your internship supervisor to explain what will your plan on arrival.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Génomique et Protéomique

    Génie génétique

    Pharmacogénétique et thérapie personnalisée

    Immunogénétique et Biothérapie

    Atelier de Biologie Moléculaire 4 : Génie génétique

    Atelier d’Electronique : Application aux biotechnologies

    UE découverte

    Lean Startup

    UE transversale

    Bio-programmation 2

    English for biologists: Intermediate

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Semestre 49 matières
  1. Génomique et Protéomique
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 70h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

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    S4
    Génomique et Protéomique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Les progrès des technologies et de l'informatique utilisées pour générer et traiter de grands ensembles de données biologiques (données omiques) favorisent un changement critique dans l'étude des sciences biologiques et biotechnologiques.

    Les objectifs de cette matière sont de fournir des connaissances introductives concernant la génomique, la transcriptomique, la protéomique et leurs applications.

    Programme

    Contenu de la matière

    Bases de la génomique et de la protéomique

    Aperçu de l'organisation du génome procaryote et eucaryote

    ADN extra-chromosomique : plasmides bactériens, mitochondries et chloroplastes.

    Cartographie du génome

    Cartes génétiques et physiques

    Marqueurs pour la cartographie génétique

    Méthodes et techniques utilisées pour la cartographie génétique

    La cartographie physique

    L'analyse de liaison

    Les techniques cytogénétiques

    Technique de cartographie génétique FISH

    Hybridation de cellules somatiques

    Cartes de radiation hybrides

    Hybridation in situ

    Cartographie génétique comparative

    Projets de séquençage de génomes

    Human Génome Project

    Projets de séquençages de génomes de microbes, plantes et animaux

    Accéder et récupérer des informations sur les projets de génomes à partir du WEB

    Génomique comparative

    Identification et classification des organismes à l'aide de marqueurs moléculaires (ARNr 16S typage/séquençage, SNP)

    Utilisation des génomes pour comprendre l'évolution des eucaryotes

    Suivie des maladies émergentes et conception de nouveaux médicaments

    Détermination de l'emplacement du gène dans la séquence du génome

    Transcriptomique

    Introduction

    Acquisition des données

    Next Generation Sequencing (NGS) ( RNAseq, sRNAseq)

    Microarrays

    qPCR, RT-PCR, qRT-PCR

    Description des données

    Transformation, normalisation et filtrage

    Analyse des données de transcriptome

    Gènes différentiellement exprimés

    Gènes co-exprimés

    Interprétation

    Caractérisation d’un ensemble de gènes

    Protéomique

    Objectifs

    Stratégies et défis en protéomique

    Technologies protéomiques : 2D-PAGE, focalisation isoélectrique, spectrométrie de masse, MALDI-TOF, système levure 2-hybride

    Bases de données protéomiques

    Génomique fonctionnelle et protéomique

    Analyse du transcriptome pour l'identification et l'annotation fonctionnelle du gène,

    Assemblage Contig

    Marche du chromosome (chromosom walking) et caractérisation des chromosomes

    Identification de gènes fonctionnelles dans le génome

    Fonction des gènes

    Génétique directe et inverse

    Interactions protéine-protéine et protéine-ADN

    Puces à protéines et protéomique fonctionnelle

    Les applications biomédicales et cliniques de la protéomique

    Introduction à la métabolomique, à la lipidomique, métagénomique et biologie des systèmes

    Intelligence Artificielle appliquée aux données omiques

    Introduction à l’intelligence artificielle aux données omiques

    Concepts de base : machine learning, deep learning, réseaux neuronaux

    Applications générales en sciences biologiques

    IA en génomique

    Prédiction de gènes et d’éléments fonctionnels dans le génome

    Annotation automatique et classification des séquences

    Analyse comparative de génomes à grande échelle

    IA en transcriptomique

    Identification des gènes différentiellement exprimés par modèles prédictifs

    Regroupement de profils d’expression par clustering non supervisé

    Détection de signatures transcriptomiques associées à des conditions biologiques (maladies, stress, etc.)

    IA en protéomique

    Analyse des spectres de masse avec réseaux neuronaux

    Prédiction de la structure et de la fonction des protéines

    Reconnaissance de motifs et d’interactions protéiques

    Travaux dirigés :

    TD 1 : Applications des approches omiques

    Type : Travail collaboratif – Carte conceptuelle

    Article : How ‘omics technologies can drive plant engineering, ecosystem surveillance, human and animal health

    Objectif : Introduire les approches omiques à travers un travail visuel de synthèse

    Outil/Activité : Création d’une carte conceptuelle + recherche documentaire

    TD 2 : Cartographie génomique

    Article : A physical map of the papaya genome with integrated genetic map and genome sequence – Qingyi Yu et al., 2009

    Objectif : Comprendre les bases de la cartographie génétique et physique

    Outil/Activité : Fiche TD guide existante intégrée (questions guidées + interprétation des résultats)

    TD 3 : Analyse transcriptomique et lncRNA

    Article : Genome-wide differential expression profiling of mRNAs and lncRNAs associated with prolificacy in Hu sheep – Xu Feng et al., 2018

    Objectif : Introduction à la transcriptomique fonctionnelle et aux lncRNA

    Outil/Activité : Fiche TD guide existante intégrée (questions guidées + interprétation des résultats)

    TD 4 : Analyse fonctionnelle avec ShinyGO & STRING

    Article : Functional annotation and network analysis of differentially expressed genes in a model organism or tissue

    Objectif :

    - Analyser un ensemble de gènes exprimés à l’aide de ShinyGO (enrichissement GO/KEGG)

    - Explorer les interactions protéiques avec STRING

    Outil/Activité : Fiche TD guide existante intégrée (questions guidées + interprétation des résultats)

    TD 5 : Pipeline multi-omique simplifié (étude de cas intégrée)

    Article : Données simulées ou article réel fourni : (ex : réponse à un stress chez une plante ou animal)

    Objectif :

    - Combiner RNA-Seq + ShinyGO + STRING + AlphaFold + InterPro

    - Élaborer une interprétation biologique cohérente

    Outil/Activité : Fiche TD guide existante intégrée (questions guidées + interprétation des résultats)

    TD 6 : IA et apprentissage automatique pour l’analyse omique

    Article : AI-assisted prediction of gene-disease associations

    Objectif :

    - Introduction à l’IA (clustering, réseau de gènes, Deep Learning)

    - Utilisation de plateformes comme Orange ou DeepGO

    Outil/Activité : Fiche TD guide existante intégrée (questions guidées + interprétation des résultats)

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  2. Génie Génétique
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S4
    Génie Génétique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en génétique, en biologie moléculaire et en microbiologie sont indispensables.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Les objectifs de ce cours sont d'enseigner aux étudiants différentes approches du génie génétique et de leurs applications dans la recherche biologique ainsi que dans les industries de la biotechnologie.

    Compte tenu de l'impact du génie génétique dans la société moderne, les étudiants devraient être dotés d'une solide connaissance théorique de cette technologie. En conjonction avec les travaux pratiques en biologie moléculaire et en génie enzymatique, les étudiants devraient être en mesure d'entreprendre des recherches biologiques ainsi que des stages dans l'industrie biotechnologique pertinente.

    Programme

    Contenu de la matière

    Chapitre I : Historique du génie génétique

    Chapitre II : Les outils enzymatiques du génie génétique

    2.1. Les enzymes de restriction

    Le phénomène de restriction

    Les sites de reconnaissance

    Isoschizomères

    Le système de Restriction-Modification (RM)

    Origine des enzymes de restriction

    Nomenclature des enzymes de restriction

    Types de coupures réalisées par les enzymes de restriction

    Les classes d’enzymes de restriction

    Méthylation des sites de restriction et inactivation des enzymes de restriction

    Utilisations des enzymes de restriction

    2.2. Les autres enzymes d’usage courant en génie génétique

    Les polymérases

    Les ligases

    Les phosphatases alcalines (PA)

    Les nucléases

    Autres enzymes spécifiques

    Chapitre III : L’hybridation moléculaire

    3.1. Rappels sur le principe de la réaction d’hybridation

    Notion de température de fusion de l’ADN

    Facteurs influençant la température de fusion

    3.2. Hybridation moléculaire

    L’hybridation en phase liquide

    L’hybridation sur support solide

    3.3. L’hybridation in situ (HIS)

    3.4. Les sondes

    Principes de l’hybridation des acides nucléiques

    Le concept de sonde

    Quelques stratégies de marquage

    Marquage des longues sondes d’acides nucléiques avec des nucléotides marqués

    Marquage de l’ADN par Nick-translation

    Marquage de l’ADN à l’aide d’amorces aléatoires (Random primed DNA labelling)

    Marquage au cours de la synthèse de brins par PCR

    Marquage des ARN

    Marquage des acides nucléiques avec les isotopes radioactifs

    Marquage non isotopique des acides nucléiques par des fluorophores

    Chapitre IV : Les vecteurs

    4.1. Généralités sur les vecteurs

    Concept de vecteur etses propriétés

    Principes généraux d’utilisation d’un vecteur

    4.2. Les plasmides

    L’utilisation d’un plasmide

    Préparation des plasmides

    Les différents types de plasmides

    Les plasmides de première génération

    Les plasmides de seconde génération

    Les plasmides de troisième génération

    Origine de réplication

    4.3. Les phages

    Utilisation des phages

    Préparation d’un phage

    Les différents phages utilisés en biologie moléculaire

    Les phages de première génération : Le phage λ

    Les phages de seconde génération

    4.4. Les autres types de vecteurs

    Les cosmides

    Les chromosomes artificiels

    Le chromosome artificiel de levure (YAC)

    Le chromosome artificiel bactérien (BAC)

    Les vecteurs « navette »

    Les vecteurs viraux eucaryotes

    Chapitre V : Le clonage et expression des protéines recombinantes

    5.1. Le principe du clonage

    Clonage basé sur la PCR (PCR Based Cloning)

    Dessin des amorces pour la PCR du clonage

    Choix des enzymes de restriction

    Étapes du clonage

    5.2. Les banques d’ADN

    Les banque d’ADN génomique

    Les banques d’ADNc

    5.3. Systèmes d’expression

    Choix du Système d’Expression

    Modifications post-traductionnelles

    Système d’expression procaryote

    5.4. Cassette génétique d’expression de protéines recombinantes

    5.5. Caractéristiques d’E. coli

    5.6. Récapitulatif de l’expression hétérologue d’une protéine chez E. coli

    5.7. Expression des protéines recombinantes

    Chapitre VI : Les organismes génétiquement modifiés (OGM)

    6.1. La transgénèse végétale

    La transgénèse végétale et les méthodes d’amélioration classiques

    Les techniques de la transgenèse végétale

    Fabrication des PGM

    Les conditions du succès de la transgénèse végétale

    Les techniques de transformation

    Le transfert direct

    Le transfert indirect

    6.2. La transgénèse animale

    Définition

    Méthodes de transfert génique chez les animaux

    Transfert de gène dans les embryons au stade une cellule

    Transfert de gènes par l'intermédiaire de cellules embryonnaires

    Transfert de gènes dans les gamètes

    Utilisation des précurseurs des spermatozoïdes

    Transfert de gènes dans des cellules somatiques

    Transfert de gènes dans les mitochondries

    Autres techniques récentes de transfert de gènes

    6.3. La construction d’un transgène

    6.4. Autres techniques utilisées pour la création d’OGM

    6.5. Les principales applications des OGM

    6.6. Traçabilité et étiquetage des OGM

    Chapitre VII : Les nouvelles techniques de génie génétique et leurs applications

    7.1. Édition génomique

    7.2. Nucléases programmables

    7.3. L'interférence à ARN

    7.4. Nucléases à doigts de zinc

    7.5. TALEN

    7.6. CRISPR/Cas9

    Chapitre VIII : Biosécurité et Bioéthique en Génie Génétique

    Introduction à la biosécurité

    Concepts fondamentaux

    Évaluation

    Évaluation des risques biologiques

    Protocole de Cartagena

    OGM et Enjeux de Biosécurité

    Cadres réglementaires des OGM

    Biosécurité appliquée aux produits issus de l’ADN recombinant

    Analyse et gestion des risques

    Évaluation de l’innocuité (aliments, animaux, essais cliniques)

    Principe de précaution

    Biosécurité en laboratoire et industrie

    Notions de bioéthique

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  3. Pharmacogénétique et thérapie personnalisée
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S4
    Pharmacogénétique et thérapie personnalisée

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Donner les clés pour mieux hiérarchiser les informations concernant la variabilité de la réponse aux médicaments. Mieux comprendre les nouveaux outils de pharmaco-génétique pour mettre en œuvre une médecine personnalisée dans le but d’une optimisation de la recherche clinique et de la prescription quotidienne. Aider à mieux identifier les populations à risque, grâce à la pharmaco-génétique comme outil de la médecine personnalisée et permettre une meilleure analyse Bénéfice/Risque.

    Programme

    Contenu de la matière

    Généralités sur médecine personnalisée

    Recherche clinique et pharmacogénétique

    Tests génétiques et phénotypages

    Progrès de la pharmacogénomique

    Place des Biomarqueurs dans différents domaines et en cancérologie

    Nouvelles approches

    Génétique

    Protéomique

    Métabolomique

    Microbiote

    Epigénétique

    NGS- exome sequencing.

    Pharmacogénomique constitutionnelle

    Médecine personnalisée selon la génétique

    Médecine personnalisée et ses applications cliniques actuelles.

    Différents domaines abordés : cardiovasculaire, pharmacologie de la douleur, en psychiatrie, pharmacogénétique en rhumatologie, Pharmacogénétique et effets indésirables, interactions médicamenteuses DILI, oncogénétique.

    Doking moleculaire

    Docking Moléculaire et Pharmacogénétique

    Principes du docking moléculaire

    Applications du docking en pharmacogénétique

    L’intelligence artificielle au service du docking en pharmacogénétique

    Apports de l’Intelligence Artificielle (IA) en Pharmacogénétique

    Random Forest, SVM, Réseaux de neurones : pour modéliser les données multi-omiques.

    Deep learning : utilisé pour le séquençage d’exome (NGS) et la détection automatique de variants cliniquement pertinents.

    Prédiction de la réponse au traitement par intelligence artificielle. Étude de CancerCellNet pour la classification des modèles de cancer et l’évaluation de leur fidélité transcriptionnelle aux tumeurs.

    Natural Language Processing (NLP) : pour extraire des informations pertinentes des publications médicales

    Point de vue industriel et développement des tests compagnons associés aux thérapies ciblées.

    De la rédaction de protocole à l’aide méthodologique et à leur mise en place.

    Valorisation de la recherche, juridiction des brevets, expérience

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  4. Immunogénétique et Biothérapie
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S4
    Immunogénétique et Biothérapie

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Notions de base en biologie moléculaire, immunologie, et génétique humaine.

    Objectifs

    Objectif de l’enseignement

    Ce module vise à fournir aux étudiants une compréhension approfondie des fondements de l’immunogénétique et de ses applications biomédicales. Il aborde les interactions entre le système immunitaire et les gènes, les mécanismes de reconnaissance antigénique, la compatibilité tissulaire (HLA), et les implications dans la transplantation, l’auto-immunité et les thérapies innovantes. Les étudiants exploreront également les approches modernes telles que l’immunoinformatique, les biothérapies, les anticorps thérapeutiques, et les principes de la thérapie génique. L’objectif est de permettre l’intégration des concepts immunogénétiques dans le développement de stratégies diagnostiques et thérapeutiques en génie génétique.

    Programme

    Contenu de la matière :
    Chapitre 1 : Rappel des bases de l’immunologie

    Les composants du système immunitaire

    L’immunité innée et adaptative

    Le système immunitaire en action

    Chapitre 2 : Le complexe majeur d'histocompatibilité (CMH et HLA).

    Rôle et action

    Structure du système HLA

    Aspect génétique

    Aspect immunologique

    Chapitre 7 : Immunogénétique et la transplantation

    HLA classique et transplantation d’organes

    HLA classique et transplantation de la moelle osseuse

    HLA classe I non conventionnel et la transplantation d’organes

    HLA classe I non conventionnel et la transplantation de la moelle osseuse

    Réaction du greffon contre l’hôte

    Typage HLA

    Chapitre 3 : Les immunoglobulines

    Rôle et action

    Structure du système des immunoglobulines

    Aspect génétique

    Aspect immunologique

    Chapitre 5 : Immunogénétique comparative (évolution du polymorphisme de certains gènes impliqués dans la réponse immunitaire)

    Polymorphisme du HLA conventionnel

    Polymorphisme du HLA non conventionnel. Exemples cités dans le programme : MICA et MICB, molécules apparentées au CMH de classe I.

    Polymorphisme du TLR

    Chapitre 6 : Immunogénétique et l’immunopathologie

    Diabète auto-immun

    Génétique du diabète de type I

    Relation entre les polymorphismes et les immunopathologies

    Chapitre 8 : Immunoinformatique

    Introduction en Immunoinformatique

    IMGT « International ImMunoGeneTics information system »

    Chapitre 9 : Les biothérapies et la thérapie ciblée

    Définition

    Rôle et action

    Mode d’action

    Exemple des biothérapies et thérapies ciblées

    Chapitre 10 : Immunothérapies : de la paillasse à la clinique

    Immunologie en biothérapie

    Méthodologie et statistiques des essais cliniques

    Principes des essais cliniques

    Production cellules hématopoïétiques

    Qualité et réglementaire en biothérapies

    Chapitre 11 : Les anticorps monoclonaux et polyclonaux

    De l’exploitation des propriétés immuno-modulatrices des cellules NKT invariantes en immunothérapie

    Physico-chimie des vecteurs non viraux de thérapie génique

    Stratégies vaccinales anti-VIH

    Design antigénique et vaccination anti-tumorale

    Mécanismes de désensibilisations cutanées

    Virosome et Application vaccinale anti-VIH

    Chapitre 12 : Thérapie génique : approche génétique du traitement des maladies

    Traitements des maladies génétiques versus traitement génétique des maladies

    Principes et applications de la thérapie cellulaire

    Les thérapies à base de cellules souches

    Cellules souches embryonnaires

    Cellules souches tissulaires

    Difficultés pratiques de la thérapie cellulaire avec les cellules souches

    Thérapie cellulaire allogène ou autologue

    Reprogrammation nucléaire

    Pluripotence induite dans les cellules somatiques

    Trans- différenciation

    Approches génétiques du traitement des maladies par les médicaments, les protéines recombinantes et les vaccins

    Identifier de nouvelles cibles pour les médicaments

    Production de protéines thérapeutiques par clonage d’expression dans les microbes, les lignées cellulaires de mammifères ou les animaux transgéniques

    Fabrication de nouveaux anticorps au potentiel thérapeutique par le génie génétique

    Fabrication et amélioration de la fonction des vaccins par le génie génétique

    Production de vaccins contre le cancer

    Principes de thérapie génique et systèmes de transfection de gènes de mammifères

    Les gènes peuvent être transférés dans les cellules du patient qu’elles soient en culture ou dans les tissus

    Intégration des gènes thérapeutiques dans les chromosomes ; phrase incomplète dans le document source.

    Utilisation des vecteurs viraux pour le transfert de gène

    Vecteurs rétroviraux

    Utilisation de l’adénovirus et des virus associés à l’adénovirus (AAV) comme vecteurs

    Autres vecteurs viraux

    Systèmes de vecteurs non viraux

    Transfert d’acide nucléique par injection directe ou bombardement de particules

    Transfert de gène par l’intermédiaire de lipides

    Nanoparticules d’ADN compactées

    Thérapeutiques à base d’ARN et d’oligonucléotide et réparation thérapeutique de gène

    Inactivation sélective d’un allèle mutant

    Ribozymes thérapeutiques

    ARNsi thérapeutiques

    Induire des sauts d’exons par les oligonucléotides anti- sens

    Ciblage d’un gène avec une nucléase à doigts à zinc

    La thérapie génique en pratique

    Thérapie génique des maladies héréditaires récessives des cellules sanguines

    Thérapies géniques d’autres maladies monogéniques

    Thérapie génique du cancer

    Thérapie génique du VIH

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc
  5. Atelier de Biologie Moléculaire 4_Génie Génétique
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 60h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 04h00Autres heures: 60h00

    Évaluation: contrôle continu 60% · examen 40%

    Explorer la matière
    S4
    Atelier de Biologie Moléculaire 4 — Génie Génétique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances préalables en microbiologie, en génétique, en génie génétique et en biologie moléculaire

    Techniques :

    Dessin des amorces de clonage et simulation in-silico du clonage du gène de l’α-amylase à l’aide du logiciel SnapGene.

    Extraction de l’ADN génomique de la souche d’intérêt.

    PCR de clonage du gène d’intérêt à l’aide des amorces de clonage.

    Purification du produit de PCR à l’aide d’un kit PCR Clean-up.

    Digestion enzymatique de l’insert et du vecteur plasmidique (pET21/28 a+) avec le couple d’enzymes de restriction approprié.

    Purification des produits de digestion à partir du gel d’agarose.

    Ligation du gène avec le vecteur plasmidique.

    Transformation de la bactérie hôte bibliothèque E. coli DH5α.

    Extraction de la construction génétique et transformation de la souche hôte d’expression E. coli BL21 (DE3).

    Criblage des clones transformés en présence d’antibiotique.

    Tests d’expression de l’enzyme recombinante (SDS-PAGE)

    Purification de l’enzyme recombinante par le biais d’une colonne de chromatographie d'affinité, HisTrap.

    Connaissances préalables recommandées

    Aucun.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Le génie génétique consiste à utiliser la technologie de l'ADN recombinant (ADNr) pour modifier la constitution génétique d'un organisme. L'expression hétérologue offre la possibilité d'une production enzymatique avec un rendement élevé et une sécrétion du produit dans le milieu de culture (sécrétion extracellulaire), ce qui favorise grandement la production industrielle en réduisant les coûts et le temps d'extraction.

    Atelier intensif de clonage et d’expression dans une bactérie hôte d’un gène de protéine bactérienne d’intérêt technologique. Le source cite la Taq polymérase de Thermus aquaticus, puis l’α-amylase dans les techniques : deux exemples distincts.

    Objectifs de l’enseignement

    L’électronique est imbriquée dans la vie quotidienne de l’homme en général et du scientifique en particulier de par l’usage des différents équipements du plus simple au plus élaboré dans ses tâches courantes. De nouvelles approches rendent cette technologie de plus en plus accessible à tout un chacun notamment ou principalement l’ARDUINO qui prodigue un matériel simplifié permettant un apprentissage rapide et une autonomie dans la réalisation rapide d’outils répondant à un besoin précis.

    L’atelier électronique dédié aux biologistes s’articulera essentiellement autour de l’ARDUINO en vue de la réalisation de matériel scientifique pour la réalisation et le suivi des différentes expérimentations : suivi de pH, température, turbidité lors d’une croissance de microorganismes, réalisation de bains Marie, appareil à électrophorèse, thermocycleur….

    Programme

    Contenu de la matière

    Séance 1 (05 heures) :

    Préparation des solutions et milieux de culture.

    Dessin des amorces de clonage.

    Séance 2 (06 heures) :

    Extraction de l’ADN génomique à l’aide d’un kit.

    PCR de clonage du gène d’intérêt.

    Simulation in-silico du clonage du gène d’intérêt à l’aide du logiciel SnapGene.

    Tests qualitatifs et quantitatifs : électrophorèse sur gel d’agarose.

    Séance 3 (06 heures) :

    Purification du produit de PCR et dosage de l’ADN.

    Digestion enzymatique de l’insert et du vecteur plasmidique (pET21/28 a+) avec le couple d’enzymes de restriction approprié.

    Simulation du séquençage (vérification in-silico du produit de PCR séquencé)

    Électrophorèse des produits de digestion suivie de leur purification à partir du gel d’agarose.

    Séance 4 (06 heures) :

    Préparation des cellules bactériennes compétentes (part 01).

    Ligation du gène avec le vecteur plasmidique.

    Séance 5 (06 heures) :

    Préparation des cellules bactériennes compétentes (part 02).

    Transformation de la bactérie hôte bibliothèque E. coli DH5α.

    Séance 6 (08 heures) :

    Criblage des clones transformés en présence d’antibiotique.

    Conférence sur la technologie de l’ADN recombinant

    Extraction de la construction génétique et transformation de la souche hôte d’expression E. coli BL21 (DE3).

    Séance 7 (06 heures) :

    Tests d’expression de l’enzyme recombinante (part 01) : Préparation des différentes cultures avec les différentes conditions.

    Séance 8 (06 heures) :

    Tests d’expression de l’enzyme recombinante (part 02) : SDS-PAGE.

    Séance 9 (06 heures) :

    Purification de l’enzyme recombinante His-taguée par le biais d’une colonne de chromatographie d'affinité, HisTrap.

    SDS-PAGE.

    Séance 10 (08 heures) :

    Confirmation de la nature de la protéine recombinante par le biais du Western Blot.

    Test de l’activité biologique de la protéine exprimée.

    Analyse des résultats.

    Contenu de la matière

    Partie 1 : Présentation de l’Arduino

    Définition

    Le but et l’utilité

    Applications

    Les bonnes raisons de choisir Arduino

    Les outils Arduino

    Le matériel (carte UNO, microcontrôleur ATMega).

    Le logiciel (IDE Arduino, compilation, téléversement).

    La programmation

    Qu’est-ce qu’un programme ?

    Créer un programme informatique.

    Rôle du compilateur.

    La programmation en électronique

    Introduction au microcontrôleur.

    Composition des éléments internes d’un microcontrôleur

    Processeur (CPU).

    Mémoire (Flash, RAM, EEPROM, cache, registres). Les composants varient selon le microcontrôleur.

    Le logiciel Arduino IDE

    Le matériel (carte Arduino UNO)

    Présentation de la carte.

    Caractéristiques principales (broches, tension, mémoire).

    Signaux numériques et analogiques

    Capteurs et détecteurs

    Différence entre capteurs (mesure continue) et détecteurs (état binaire).

    Exemples : capteur de température, détecteur de présence.

    Les bases du comptage (2, 10, 16)

    Base 10 (décimal).

    Base 2 (binaire).

    Base 16 (hexadécimal).

    Tableau récapitulatif des conversions.

    Conversions

    Décimale ↔ Binaire.

    Binaire ↔ Hexadécimal.

    Le langage Arduino

    La syntaxe du langage

    Code minimal (setup(), loop()).

    Instructions (points-virgules, accolades, commentaires).

    Les données, variables et constantes

    Définition des types (int, float, String).

    Exemples de déclarations.

    Commandes de structure du programme

    Entrées/sorties numériques/analogiques.

    Gestion du temps (delay(), millis()).

    Opérateurs (arithmétiques, logiques, affectation).

    Structures de contrôle

    Conditions (if/else).

    Boucles (while, for).

    L’écran LCD

    Types d’afficheurs (alphanumérique, graphique).

    Branchement (communication parallèle/semi-parallèle).

    Programmation avec LiquidCrystal.

    Partie 2 : pH-mètre

    Définition du pH-mètre

    Les électrodes

    Électrode de verre (types d’embouts : sphérique, conique, plat, coupant).

    Électrode de référence (calomel, sulfate mercureux, chlorure d’argent).

    Principe de fonctionnement

    Différence de potentiel et loi de Nernst.

    Classification acide/neutre/basique.

    Chaîne de mesure des électrodes

    Calcul des paramètres *a* et *b*.

    Étalonnage du pH-mètre

    Influence de la température

    Manipulation pratique

    Simulation avec Arduino et écran LCD.

    Programme d’acquisition et étalonnage.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 60 % ; Examen : 40 %.
    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Programme supplémentaire présent dans le document source : Atelier d’électronique — applications aux biotechnologies

    Références (Livres et polycopiés, sites internet, etc)
  6. Atelier d’Electronique : Application aux Biotechnologies
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 03h00Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Programme détaillé non disponible.

  7. Lean Startup
    2 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: 01h30Autres heures: 25h00

    Évaluation: contrôle continu 80 % · examen 20 %

    Explorer la matière
    S4
    Lean Startup

    Repères

    b) Prérequis recommandés

    Les étudiants sont censés posséder des connaissances préalables dans les domaines suivants :

    Fondamentaux de l’entrepreneuriat.

    Bases de la gestion de projet.

    Concepts d’innovation et de développement technologique.

    Méthodologie générale de la recherche.

    Objectifs

    a) Objectifs du cours

    Ce module est consacré à l’étude des concepts, méthodes et outils liés à la méthodologie Lean Startup. Il met l’accent sur les mécanismes de construction de projets innovants dans des environnements caractérisés par un fort degré d’incertitude, en s’appuyant sur l’expérimentation, l’apprentissage rapide et la validation continue des hypothèses.

    Acquis d’apprentissage :

    À l’issue de ce module, les étudiants seront capables de :

    Comprendre les principes fondamentaux et la philosophie de la méthodologie Lean Startup.

    Transformer une idée innovante ou un résultat de recherche en un projet d’entreprise viable.

    Formuler et tester les hypothèses clés sous-jacentes à un projet.

    Concevoir et développer un Produit Minimum Viable (MVP).

    Analyser les données du marché et prendre des décisions commerciales éclairées.

    Aligner l’innovation et la recherche scientifique avec les besoins du marché et les attentes des clients.

    Le module adopte des approches pédagogiques modernes, notamment :

    Apprentissage par projet (PBL).

    Apprentissage expérientiel.

    Travail en équipe pluridisciplinaire.

    Simulation de l’écosystème des startups.

    Apprentissage fondé sur la résolution de problèmes.

    Programme

    c) Contenu du cours

    I- Cours magistraux

    Unité

    Titre

    Thèmes détaillés

    1

    L’université entrepreneuriale et l’Université 4.0

    – Évolution des universités de la version 1.0 à 4.0 – Caractéristiques de l’Université 4.0 – Transformation numérique et intelligence artificielle dans l’enseignement supérieur – Le rôle des universités dans l’économie de la connaissance – Valorisation de la recherche scientifique – Transformation des résultats de recherche en startups – Les universités comme moteurs d’innovation et de développement économique – Exemples internationaux d’universités entrepreneuriales : MIT, Stanford, Cambridge, Tsinghua, NUS, TUM et PSL/Polytechnique.

    2

    Écosystème de l’entrepreneuriat et de l’innovation en Algérie et à l’université

    – Définition de l’écosystème entrepreneurial – Acteurs clés de l’écosystème – Politique algérienne de soutien à l’innovation – Incubateurs et accélérateurs – Fonds d’investissement – Arrêté ministériel 1275 (Startups, micro-entreprises, brevets) – Incubateurs universitaires et centres d’appui technologique – Rôle de l’intelligence artificielle dans l’écosystème – Mise en relation des universités avec le tissu économique.

    3

    Introduction aux startups et à la méthodologie Lean Startup

    – Différence entre entreprises traditionnelles et startups – Concept d’innovation – L’incertitude dans les projets entrepreneuriaux – Origines de l’approche Lean Startup – Principes fondamentaux de la méthodologie – Apprentissage validé – Réduction du gaspillage – Cycle Construire–Mesurer–Apprendre – Comptabilité de l’innovation – Différence entre comptabilité traditionnelle et comptabilité de l’innovation – Mesurer le progrès en situation d’incertitude – Indicateurs d’apprentissage plutôt que de profit.

    4

    Compréhension du marché et découverte client

    – Étapes de la création d’une startup : idée, équipe, prototype, investissement – Méthodologie de Steve Blank – Customer Development : comprendre le marché et le comportement des clients – Identification du problème – Analyse des besoins clients – Entretiens entrepreneuriaux – Construction d’hypothèses – Adéquation problème–solution (Problem–Solution Fit).

    5

    Business Model Canvas

    – Concept du Business Model Canvas – Proposition de valeur – Segments de clientèle – Canaux – Flux de revenus – Structure financière / Structure de coûts.

    6

    Produit Minimum Viable — MVP

    – Concept de MVP – Types de MVP : numérique, expérimental, service, fausse porte (fake-door) – Test des hypothèses – Prototypage rapide – Outils de développement de prototypes – MVP digitaux et industriels – Comment mesurer l’échec le plus rapidement possible.

    7

    Intelligence artificielle et TRIZ pour l’innovation

    – L’intelligence artificielle dans l’entrepreneuriat – Génération d’idées – Analyse de marché – Développement de MVP – Marketing intelligent – Méthodologie TRIZ – Contradictions techniques – Résultat final idéal – Combinaison de l’IA et de TRIZ – Startups de Deep Tech.

    8

    Mesure, analyse et gestion de l’échec

    – KPI — Indicateurs clés de performance – Gestion d’une startup – Pilotage des équipes d’innovation – Concepts de mesure de la croissance dans les startups – Métriques AARRR : méthode de mesure du développement d’une startup en cinq étapes : - Acquisition : Comment atteindre et attirer les clients ? - Activation : L’utilisateur essaie-t-il le produit pour la première fois ? - Rétention : Les utilisateurs reviennent-ils l’utiliser ? - Revenu : Le projet génère-t-il des revenus/profits ? - Recommandation (Referral) : Les utilisateurs recommandent-ils le produit à d’autres ?

    9

    Pivoter ou persévérer

    – Concept de Pivot : changement stratégique partiel ou complet – Concept de Persévérance : poursuivre la direction actuelle – Quand changer de direction ? – Types de Pivot – Indicateurs de décision.

    10

    Financement, croissance et passage à l’échelle

    – Financement initial – Autofinancement / bootstrapping – Investisseurs – Business angels – Capital-risque – Financement participatif (crowdfunding) – Étapes de financement – Growth Hacking – Moteurs de croissance.

    II- Travaux pratiques

    Séance

    Titre

    Contenu

    1

    Étude de cas : Le MIT et l’université entrepreneuriale

    Analyser pourquoi le MIT a réussi à créer des milliers de startups ; identifier la relation entre recherche et innovation ; expliquer le rôle des incubateurs et accélérateurs ; comparer le MIT aux universités algériennes ; proposer un plan pour transformer une université algérienne en Université 4.0.

    Atelier : Concevoir une Université 4.0 algérienne

    Travailler en équipe pour concevoir un centre d’innovation, un incubateur d’entreprises, un accélérateur d’entreprises, un centre d’appui technologique et d’innovation, une filiale et un fonds d’investissement universitaire ; présenter une feuille de route organisationnelle intégrée pour un modèle d’Université 4.0.

    2

    Étude de cas : Parcours d’une startup algérienne

    Sélectionner une startup algérienne ayant obtenu le label startup ; analyser les acteurs qui l’ont soutenue ; identifier ses sources de financement ; cartographier son écosystème ; proposer des mécanismes pour accélérer sa croissance.

    Atelier : Cartographie de l’écosystème entrepreneurial

    Utiliser Miro ou Canvas pour cartographier les acteurs de l’écosystème entrepreneurial algérien : universités, centres de recherche, incubateurs, accélérateurs, investisseurs, banques, entreprises, agences publiques, startups et innovateurs ; montrer les relations entre acteurs et présenter des propositions d’amélioration.

    3

    Étude de cas : Échec d’une startup technologique

    Analyser une startup qui a dépensé des ressources avant de valider le besoin du marché ; identifier les erreurs et les sources de gaspillage ; proposer comment le Lean Startup aurait pu réduire le risque ; concevoir un cycle Construire–Mesurer–Apprendre alternatif.

    Atelier : Dropbox et validation Lean

    Analyser comment Dropbox a validé la demande avant de développer le produit complet ; identifier les hypothèses testées ; comparer le coût de l’expérience au coût du développement complet ; expliquer la valeur d’une validation précoce.

    4

    Étude de cas : Une plateforme d’intelligence artificielle pour les étudiants

    Les étudiants analysent un projet de plateforme d’assistance académique basée sur l’IA. Ils formulent 10 hypothèses, préparent un guide d’entretien, conduisent 20 entretiens sur le terrain et extraient les problèmes réels rencontrés par les étudiants. Le livrable attendu est un énoncé de problème validé, étayé par des preuves d’entretien.

    Atelier : Entretiens entrepreneuriaux

    Les étudiants simulent des entretiens entrepreneuriaux en jouant les rôles d’entrepreneur, de client potentiel et d’investisseur. Ils s’exercent à poser des questions, recueillir des retours et analyser les résultats. Le livrable est un court rapport montrant les hypothèses validées, rejetées et les principaux enseignements clients.

    5

    Atelier Business Model Canvas

    Construire un Business Model Canvas complet pour un projet choisi ; définir la proposition de valeur, les clients, les canaux, les flux de revenus, les partenaires et les coûts ; défendre le modèle devant la classe ou un comité d’évaluation.

    6

    Étude de cas : Une application de livraison intelligente

    Les étudiants analysent un projet d’application de livraison intelligente avec un budget d’équipe limité. Ils conçoivent le MVP au coût le plus bas, identifient les hypothèses critiques à tester, choisissent le type de MVP le plus approprié et définissent des indicateurs clairs de succès et d’échec. Le livrable est un plan de conception de MVP avec des hypothèses testables et des critères d’évaluation.

    Atelier : Construire un véritable MVP

    Les étudiants construisent un premier MVP ou prototype à l’aide d’outils comme Figma, Glide, Bubble ou Canva. Le prototype peut être développé pendant la séance ou à la maison. Le livrable est un prototype fonctionnel ou visuel simple pouvant être utilisé pour des tests clients.

    7

    Étude de cas : Une startup d’agriculture intelligente

    Les étudiants analysent une startup d’agriculture intelligente visant à augmenter la production tout en réduisant la consommation d’eau. Ils identifient la contradiction technique, appliquent les principes TRIZ, utilisent des assistants d’IA générative pour générer des solutions et évaluent les solutions proposées. Le livrable est un ensemble de solutions d’innovation justifiées basées sur l’idéation assistée par IA et le raisonnement TRIZ.

    Atelier : Sprint d’innovation IA

    Un sprint de 90 minutes. Les étudiants utilisent uniquement des outils d’IA pour générer une idée innovante, définir un MVP et construire un modèle d’affaires préliminaire. Le livrable est un court concept d’innovation incluant le problème, la solution proposée, le MVP et la structure du modèle d’affaires.

    8

    Étude de cas : Une plateforme d’e-learning

    Les étudiants analysent une plateforme d’e-learning à l’aide de données de base : 10 000 visites, 1 000 inscriptions, 400 utilisateurs actifs et 40 clients payants. Ils calculent les indicateurs AARRR, identifient le principal goulot d’étranglement, suggèrent des actions d’amélioration et décident si le projet progresse vers l’adéquation produit–marché (Product–Market Fit). Le livrable est un court rapport analytique basé sur les métriques startup.

    Atelier : Tableau de bord startup

    Les étudiants construisent un tableau de bord startup incluant Acquisition, Activation, Rétention, Revenu, Recommandation et Taux de consommation (Burn Rate). Ils interprètent les résultats et expliquent comment le tableau de bord peut guider les décisions. Le livrable est un tableau de bord visuel simple accompagné de commentaires sur la performance, les faiblesses et les actions recommandées.

    9

    Étude de cas : Instagram — De Burbn à Instagram

    Les étudiants analysent la transition de Burbn à Instagram comme un exemple de Pivot. Ils identifient la raison du Pivot, les données qui ont soutenu la décision, les résultats obtenus et les choix stratégiques alternatifs possibles. Le livrable est une courte analyse de cas expliquant pourquoi le Pivot était justifié.

    Atelier : Simulation de conseil d’administration

    Les étudiants analysent un dossier de startup incluant indicateurs de performance, retours clients et données financières. Ils simulent une réunion du conseil d’administration et prennent une décision collective : Pivoter, Persévérer ou Arrêter le projet. Le livrable est une décision stratégique justifiée, étayée par des statistiques, des preuves et des chiffres.

    10

    Projet semestriel de Startup Lab

    Les étudiants développent un projet de startup tout au long du semestre. Le projet comprend : sélection d’un problème réel, conduite de la Découverte Client, préparation d’un Business Model Canvas, conception d’un MVP, utilisation d’outils d’IA et de TRIZ, mesure et analyse des résultats, prise de décision Pivoter/Persévérer, préparation d’un plan de financement et de croissance, et présentation d’un pitch final. Le livrable est un dossier complet de projet startup et une présentation pitch finale.

    Évaluation

    d) Mode d’évaluation

    Composante

    Description

    Pondération

    Contrôle continu

    80 %

    Projet de groupe

    Travail continu en équipe tout au long du module. Les étudiants développent progressivement leur projet à travers l’identification du problème, la découverte client, le test des hypothèses, la conception du modèle d’affaires, le développement du MVP et l’affinement du projet.

    40 %

    Travaux dirigés et pratiques

    Participation aux TD, ateliers, exercices pratiques, discussions, séances de feedback et activités intermédiaires liées à la méthodologie Lean Startup.

    40 %

    Examen final

    20 %

    Rapport écrit

    Rapport écrit présentant le développement, la validation, le modèle d’affaires, le MVP, les décisions stratégiques et les perspectives de croissance du projet startup.

    10 %

    Présentation orale

    Présentation orale du projet d’équipe, suivie d’une discussion et d’une évaluation de la clarté, de la cohérence, de la pertinence entrepreneuriale et de la qualité de la communication.

    10 %

    Références

    e) Références (ouvrages, polycopiés et sites web, etc.)

    Livres sur le Lean Startup et la méthodologie entrepreneuriale

    Ries, E. (2011). The Lean Startup.

    Blank, S., & Dorf, B. (2012). The Startup Owner’s Manual.

    Maurya, A. (2012). Running Lean.

    Business Model et conception de la valeur

    Osterwalder, A., & Pigneur, Y. (2010). Business Model Generation.

    Osterwalder, A., Pigneur, Y., Bernarda, G., & Smith, A. (2014). Value Proposition Design.

    Stratégies de croissance et de startup

    Weinberg, G., & Mares, J. (2015). Traction: How Any Startup Can Achieve Explosive Customer Growth.

    Eyal, N. (2014). Hooked: How to Build Habit-Forming Products.

    Mesure, analytique et gestion de la performance

    Croll, A., & Yoskovitz, B. (2013). Lean Analytics.

    Doerr, J. (2017). Measure What Matters.

    Management et leadership dans les startups

    Grove, A. S. (1983). High Output Management.

    Horowitz, B. (2014). The Hard Thing About Hard Things.

    Intelligence artificielle et entrepreneuriat

    Agrawal, A., Gans, J., & Goldfarb, A. (2018). Prediction Machines: The Simple Economics of Artificial Intelligence.

    Iansiti, M., & Lakhani, K. R. (2020). Competing in the Age of AI.

    Innovation et méthodologie TRIZ

    Altshuller, G. (1999). The Innovation Algorithm: TRIZ, Systematic Innovation and Technical Creativity.

    Ikovenko, S. (2003). TRIZ: The Theory of Inventive Problem Solving.

    Articles scientifiques et professionnels clés

    Blank, S. (2013). Why the Lean Start-Up Changes Everything.

    Graham, P. (2013). Do Things That Don’t Scale.

    Rapports et livres blancs

    Y Combinator. (2018). Startup Playbook.

    McKinsey Global Institute. (2023). The State of AI in Business.

    Stanford University. (2024). Artificial Intelligence Index Report.

    OECD. (2022). OECD Entrepreneurship and Innovation Policy Frameworks.

  8. Bio-programmation 2
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 10h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

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    S4
    Bio-programmation 2

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Maîtrise des concepts de base de Python niveau 1.

    Familiarité avec un environnement de développement (IDE comme PyCharm ou Jupyter).

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    L’objectif de cet enseignement est de consolider les bases de la programmation en Python, en révisant l’utilisation des variables, boucles, fonctions et fichiers, tout en initiant les étudiants à l’usage des bibliothèques scientifiques telles que NumPy, Pandas et Matplotlib appliquées aux problématiques biologiques. Il vise également à développer l’autonomie dans l’installation et l’importation de bibliothèques via Anaconda, à familiariser les étudiants avec les outils bio-informatiques et à les amener à réaliser un projet d’analyse ou de simulation.

    Programme

    Contenu de la matière

    Manipulation de données avec NumPy

    Utiliser des tableaux NumPy pour représenter des données biologiques (séquences, matrices).

    Appliquer des opérations vectorielles et le slicing pour l’analyse de données.

    Analyse de données biologiques avec Pandas

    Lire et manipuler des fichiers CSV (ex : résultats PCR, dosages enzymatiques).

    Trier, filtrer et regrouper des données pour l’analyse expérimentale.

    Visualisation des données avec Matplotlib

    Créer des graphiques (courbes, histogrammes) pour présenter des résultats biologiques.

    Personnaliser des visualisations (titres, légendes, étiquettes).

    Programmation Orientée Objet (POO)

    Concepts fondamentaux (Comprendre les classes, objets, attributs et méthodes. Implémenter une classe simple.

    Héritage et méthodes spéciales.

    Introduction à Biopython

    Lire et analyser des fichiers FASTA.

    Extraire des informations de séquences ADN (longueur, contenu).

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  9. English for Biologists – Intermediate
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 05h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S4
    English for Biologists – Intermediate

    Repères

    Connaissances préalables recommandées
    Prior knowledge of basic English

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    The objective of this course is to provide students with a solid foundation for communicating (both written and spoken) in English.

    Programme

    Contenu de la matière

    Unit 1: The World of work

    Grammar: Present perfect

    Vocabulary: Work and employment vocabulary.

    Reading: Dream jobs.

    Speaking: What is your dream job?

    Listening: Types of Biotech Companies.

    Writing: Writing application letters.

    Unit 2: Microalgae: the green gold of the future?

    Grammar: Conditionals.

    Everyday English: making suggestions.

    Reading: High-added value products from microalgae.

    Speaking: If you have funding, what would you do?

    Listening: Biofuel from microalgae.

    Writing: If the microalgae...

    Unit 3: Food Biotechnology

    Grammar: Reported speech.

    Vocabulary: Vocabulary for biotechnology

    Reading: Applications of enzymes in the Food Industry

    Speaking: Is it safe to use enzymes in food?

    Listening: Enzymes in milk & cheese.

    Writing: Scientific text using reported speech.

    Unit 4: Biofuel cell

    Grammar: Expressions of quantity.

    Vocabulary: Biofuel cells vocabulary.

    Reading: Biofuel Cells, enzymes and microbes for energy production.

    Speaking: Why don’t we have functional biofuel yet?

    Listening: The future of bioenergy.

    Writing: From excel to text, expressions of quantities.

    Unit 5: Bioentrepreneurship

    Grammar: Relative clauses.

    Vocabulary: Entrepreneurship.

    Reading: The three pillars of bioentrepreneurship.

    Speaking: Biotechnology and economic development.

    Listening: Biotechnology is the future of manufacturing.

    Writing: scientific text using relative clauses.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Métagénomique

    Biologie de synthèse

    Biotechnologie végétale et amélioration des plantes

    Design des bioprocédés : Etudes de cas

    Atelier de Biologie Moléculaire 5 : Atelier Expression génique et protéique

    Atelier de Bioengineering

    UE découverte

    Biostatistique

    Ingénierie inversée

    UE transversale

    English for Biologists – Advanced

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Semestre 59 matières
  1. Métagénomique
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 70h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S5
    Métagénomique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en microbiologie, en biologie moléculaire et en bioinformatique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Au terme du cours, l'étudiant maîtrisera les concepts de base de la métagénomique qui lui permettra d'analyser exhaustivement la composition taxonomique d'une communauté d'organismes et d’apporte des informations précises sur sa diversité ainsi que sur ses spécificités génétiques.

    Programme

    Contenu de la matière

    I- La métagenomique

    1- Introduction à la métagénomique

    2- Stratégie en métagénomique

    - La métagénomique globale

    - La métagénomique ciblée

    - L’ARN 16S

    3- Assignent taxonomique

    - La stratégie close-référence

    - La stratégie appelée de novo

    - La table des OTUs

    4- Analyse des données

    - Diversité Alpha

    - Diversité Beta

    II- Le microbiote

    1- Introduction au microbiote

    - Structure et fonction

    - Diversité du microbiote humain sain

    2- La dysbiose du microbiote

    - Fonctions très abondantes provenant de microbes de faible abondance

    - Variation phylogénétique et fonctionnelle entre les entérotypes

    - Biomarqueurs fonctionnels liés à l’hôte

    - Corrélations avec le phénotype de l'hôte

    - Relation Métabolisme –microbiote

    III- Le métagénome du micobiote

    1- Variation phylogénétique et fonctionnelle globale des métagénomes intestinaux

    2- Génomique et métagénomique bactériennes : applications cliniques et importance médicale

    3- Outils de diagnostic

    - Développement d’outils de diagnostic moléculaire

    - Développement d’outils de sérologie

    4- Résistance aux antibiotiques

    5- Epidémiologie et dissémination de bactéries multirésistantes

    Travaux dirigés

    Analyse d’articles

    Analyse statistique des données métagénomiques avec logiciel R

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  2. Biologie de Synthèse
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S5
    Biologie de Synthèse

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Au terme du cours, l'étudiant maîtrisera les concepts de base de la biologie synthétique. Il sera capable de synthétiser virtuellement ainsi que dans E. coli de simples systèmes synthétiques.

    Programme

    Contenu de la matière

    Concepts

    Historique de la biologie synthétique

    Fondements de la biologie de synthèse

    Ingénierie du vivant

    Outils et approches de la biologie synthétique

    Chimie, biochimie et néocodage du vivant

    Ingénierie métabolique

    Séquençages ADN, fabrication d'ADN (« briques élémentaires »)

    Réécriture génétique

    Notions d’acides xénonucléiques

    Modélisation mathématique

    Mesures (microscopie, cryométrie de flux)

    Design de voies métabolique « sur-mesure »

    Design de systèmes de régulation

    Applications

    Enjeux de demain de la biologie synthétique

    Sécurité, aspects sociaux et éthiques

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  3. Biotechnologie végétale et amélioration des plantes
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: 01h30Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S5
    Biotechnologie végétale et amélioration des plantes

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire, génie génétique et en biologie végétale.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Le cours vise à amener les étudiants à comprendre la théorie et certaines techniques de base de la biotechnologie végétale. Les principaux sujets seront traités d’un point de vue théorique et/ou pratique.

    À la fin du cours, l'étudiant devrait posséder les connaissances suivantes : les différentes techniques utilisées en transformation végétale, les outils permettant le contrôle de l’expression des gènes chez les végétaux, la modification rationnelle de l’expression des gènes, les différentes stratégies utilisées dans la découverte et la caractérisation des gènes végétaux.

    Programme

    Contenu de la matière

    Partie théorique :

    La biotechnologie végétale

    1.1- Une brève histoire de la biotechnologie végétale

    1.2- Les méthodes traditionnelles d’amélioration des plantes

    La Transgénèse végétale

    Le transfert indirect d’ADN aux cellules végétales par les agrobactéries

    Découverte du plasmide Ti

    De pathogène à vecteur de transformation : les étapes de l’infection d’une cellule végétale par A. tumefaciens

    Le transfert indirect d’ADN : les applications pratiques de l’utilisation des agrobactéries dans la transformation des plantes

    Le transfert direct d’ADN aux cellules végétales

    Le bombardement de gènes

    L’électroporation

    Les whiskers

    La prise directe d’ADN

    Une boite à outils pour le génie génétique des plantes.

    Des outils pour la sur-expression et la sous-expression de gènes.

    L’utilisation de plantes transgéniques dans des stratégies de recherche et développement

    Les outils permettant le contrôle de l’expression d’un gène favori dans le temps et dans l’espace - Les promoteurs • Constitutifs • Inductibles • Tissus-spécifiques - Les terminateurs - Autres structures dans la construction • L’expression des transgènes • Le ciblage intracellulaire - Les marqueurs de sélection

    Les stratégies permettant la modification rationnelle de l’expression des gènes - Les stratégies sens et antisens - Les ribozymes - La co-suppression et l’interférence ARN

    Les stratégies de découverte des gènes de plantes - Étiquetage d’activation - Mutagénèse au hasard - Mutagénèse dirigée/genome editing - Découverte de promoteurs

    Biosécurité et Bioéthique en Biotechnologie Végétale

    Risques biologiques

    Transfert incontrôlé de matériel génétique entre cultures modifiées et non modifiées

    Impact sur la biodiversité et apparition de résistances.

    Mesures de biosécurité

    Confinement biologique

    Zones tampons

    Surveillance post-culture

    Application du Protocole de Cartagena et du principe de précaution

    Considérations éthiques

    Préservation de la biodiversité et protection des agricultures locales

    Respect du consentement éclairé

    Équité dans l’accès aux innovations et transparence sur les OGM

    Travaux pratiques

    La totipotence

    Isolement et fusion de protoplastes

    Etablissement d’un caryotype

    Haplo-diploidisation

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  4. Design des bioprocédés _ Etudes de cas
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S5
    Design des bioprocédés  — Etudes de cas

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Chimie, microbiologie, enzymologie, génie génétique

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Ce cours est une introduction au design et du scale-up des bioprocédés couvrant les transformations biologiques (UpStream Processing, USP) ainsi que la purification (DownStream Processing, DSP). L’étudiant apprendra les bases du génie biotechnologique et de la mise en œuvre de bioprocédés à travers des présentations générales succinctes complétées par des études de cas industriels réels.

    Les exemples étudiés seront abordés avec une approche pratique participative reposant sur des outils de simulation numérique. Les questions pratiques du scale-up, du pilotage et del’industrialisation seront abordées. Les différentes mises en œuvre (batch, continu, semi-continu/fed batch) et des opérations typiques de DSP seront présentées.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Introduction au design des procédés
    Chapitre 2 : principes du génie des bioprocédés

    Les bioprocédés industriels : biocatalyse, opération unitaire, applications

    Le design de bioprocédés

    Modélisation et simulation de bioprocédés

    Optimisation économique et environnementale des bioprocédés

    Etude de cas : bilan de masse d’un bioprocédé

    Chapitre 3 : Bioprocédés et production de protéines recombinantes

    Bioconversions enzymatiques industrielles

    Design d’un bioprocédé continu couplant la production et la purification d’une protéine recombinante

    Modélisation et simulation de bioréacteur d’expression de protéine recombinante

    Etude de cas : procédé industriel de production de vaccins recombinants.

    Chapitre 4 : procédés de fermentation microbienne

    Fermentations microbiennes industrielles

    Design de fermentations microbiennes

    Modélisation et simulation de bioréacteur enzymatique

    Etude de cas : procédé industriel de production d’une protéine recombinante par fermentation

    Chapitre 5 : procédés de purification - « DSP »

    Approche globale du DSP

    Principales opérations unitaires de purification dans les bioprocédés

    Design de procédé DSP et sélection de technologies

    Etudes de cas : purification industrielle de la lysine

    Note : les cas étudiés sont mentionnés à titre indicatif et pourront varier.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  5. Atelier de Biologie Moléculaire 5 _Expression génique et protéique
    5 créditsCoefficient 3Volume semestriel: 60h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 04h00Autres heures: 60h00

    Évaluation: contrôle continu 60% · examen 40%

    Explorer la matière
    S5
    Atelier de Biologie Moléculaire 5  — Expression génique et protéique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Des connaissances en biologie moléculaire et en génétique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Le workshop expression génique et protéique est destiné aux futurs ingénieurs en Biologie Moléculaire. Ce workshop leurs permets de se familiariser avec la culture de cellules primaires et il regroupe un panel de techniques de biologie moléculaire et cellulaire, ainsi, l’analyse et l’interprétation des résultats seront fait par l’utilisation des logiciels. Le workshop consiste à traité des cellules primaires par l’irradiation-UV et d’analyser l’effet de ce dernier sur l’expression génique au niveau transcriptionnel du gène p53 par la Reverse transcriptase PCR quantitative (RT-qPCR). En parallèle, l’effet de l’irradiation-UV sur l’expression des protéines p53 et p53 phosphorylés sera analysé en utilisant une technique Western blot.

    Programme

    Contenu de la matière

    Etapes 01 : culture et irradiation cellulaires

    Isolement des cellules mononuclées du sang (PBMC) par une centrifugation en gradient de densité de Ficoll®

    Les PBMC issus de sang périphérique de donneurs sains sont irradiées par des rayonnements ultraviolets (UV),

    Ces cellules sont cultivées à 37°C et 5% CO2

    Les cellules sont récoltées à différents temps pour réaliser l’étude génique et protéique

    Etapes 02 : étude de l’effet de l’irradiation sur l’expression du gène p53

    Extraction des ARN totaux

    Traitement à la DNase

    Quantification de l’ARN

    Transcription inverse d’un ARNm en ADNc (RT-PCR)

    Quantification de l’ARNm par la PCR en temps réel (qPCR)

    Analyse et interprétation des résultats

    Etapes 03 : étude de l’effet de l’irradiation sur l’expression de la protéine p53 et p53 phosphorylée

    Lyse des cellules issues de la culture cellulaire

    Dosage des protéines par le réactif de Bradford

    Préparation des échantillons

    Electrophorèse sur gel de polyacrlamide

    Transfert des protéines sur membrane

    Immundétection à l’aide d’anticorps primaire spécifique et un anticorps secondaire conjugué

    Révélation et interprétation des résultats

    Quantification des bandes

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 60 % ; Examen : 40 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  6. Atelier de Bioengineering
    4 créditsCoefficient 2Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: -TD / semaine: -TP / semaine: 03h00Autres heures: 50h00

    Évaluation: contrôle continu 100% · examen

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    S5
    Atelier de Bioengineering

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Les connaissances préalablement acquises et les compétences développées durant les semestres précédents.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Le but des ateliers de Bioengineering est de permettre à l’étudiant-ingénieur de mener seul ou en groupe restreint un mini-projet appliqué, allant de la phase de la conception (procédé/Substrat-produit/Modèle) jusqu’à la réalisation et l’analyse des résultats. L’étudiants doit utiliser les connaissances préalablement acquises et les compétences développées durant les semestres précédents pour réaliser son mini-projets dans un des domaines de la biotechnologie : Biotechnologie de l’environnement, Biotechnologies microbiennes, Biotechnologies pharmaceutiques, Biotechnologie et santé et Biotechnologies agro-alimentaire.

    Ils correspondent à des applications étalées sur plusieurs jours. Chaque atelier porte sur une application technologique ciblée, traitant d’une problématique ou mettant en œuvre une approche d’application originale.

    Programme

    Contenu de la matière

    Les thèmes des mini-projets seront proposés par les enseignants responsables de la matière et/ou les étudiants. Chaque thème doit faire l’objet de l’application d’au moins une des ingénieries enseignées durant les semestres précédents : ingénierie génétique, biochimique, microbiologique, enzymatique et bioinformatique ; traitant d’une problématique ou mettant en œuvre une approche d’application originale dans le domaine industriel, pharmaceutique, médical…etc.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 100 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  7. Biostatistique
    2 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 45h00
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: 01h30TP / semaine: -Autres heures: 25h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S5
    Biostatistique

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    En mathématique, en informatique et en biostatistique

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    L'objectif de cette matière est d'initier les étudiants aux méthodes statistiques et de comprendre les principes sous-jacents, ainsi que des directives pratiques de « comment le faire » et « comment l'interpréter » des données statistiques en particulier pour les biosystèmes. A l'issue de ce cours, les étudiants doivent être capables de :

    Comprendre comment résumer des données statistiques.

    Appliquer des tests statistiques appropriés basés sur une compréhension de la question de l'étude, du type d'étude et du type de données.

    Interpréter les résultats des tests statistiques et leur application dans les systèmes biologiques.

    Programme

    Contenu de la matière

    Introduction : Bienvenu à l’univers R

    Installation du logiciel

    Principes de base de l'utilisation de R

    Calcul de la moyenne et des écart-types

    Analyse de la corrélation et de la régression

    Représentations graphiques

    Analyse de la variance (un facteur et deux facteurs) et de la covariance

    Tests statistiques

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  8. Ingénierie inversée
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 15h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

    Explorer la matière
    S5
    Ingénierie inversée

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Notions de biologie moléculaire, génétique, biochimie et bases en informatique scientifique.

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Ce module initie les étudiants aux principes fondamentaux du reverse engineering appliqué aux sciences du vivant, en mettant l'accent sur la compréhension et la reconstruction des systèmes biologiques complexes. Il couvre les notions de rétro-ingénierie technologique, les niveaux de maturité technologique (TRL), ainsi que les enjeux juridiques liés à la propriété intellectuelle. Les étudiants acquerront également des compétences pratiques en bioinformatique, en modélisation de réseaux biologiques, et en ingénierie de constructions génétiques. L'objectif est de former des biologistes capables de concevoir, simuler et optimiser des systèmes biologiques à l’aide d’approches intégrées et innovantes.

    Programme

    Contenu de la matière
    Chapitre 1 : Principes et enjeux du Reverse Engineering en sciences du vivant

    Concepts fondamentaux du Reverse Engineering

    Définition et historique

    Origine du concept en ingénierie mécanique, électronique, puis adaptation aux sciences du vivant.

    Importance du RE dans la biologie moderne : comprendre, améliorer, reproduire.

    1.2. Différences entre Reverse Engineering et Forward Engineering

    Forward Engineering : processus de conception linéaire (de l'idée au produit).

    Reverse Engineering : partir d'un produit existant pour en déduire la conception.

    Applications industrielles

    Maintenance et amélioration d'appareillages biologiques (PCR, séquenceurs).

    Innovation compétitive : bio-impression, création d'outils diagnostics alternatifs.

    Interopérabilité : compatibilité entre instruments, logiciels et bases de données.

    Échelle TRL (Technology Readiness Level)

    Présentation des 9 niveaux TRL

    TRL 1 : Observation scientifique de base.

    TRL 5 : Validation technologique en environnement pertinent.

    TRL 9 : Système validé en environnement opérationnel.

    Positionnement d’un projet biologique selon les TRL

    Exemples : développement d’un test PCR rapide, production de vaccins expérimentaux.

    Les moyens nécessaires pour franchir les TRL

    Ressources humaines, matérielles, financières.

    Planification des essais pilotes et pré-industriels.

    Cadre juridique et propriété intellectuelle

    3.1. Le droit à l’ingénierie inverse face aux brevets

    Principe du fair use, DMCA, directives européennes.

    Analyse comparative internationale

    Tableau résumé :

    Pays

    Autorisation du RE

    Restrictions principales

    USA

    Oui

    Clauses contractuelles, DMCA

    UE

    Limité

    Directives sur les logiciels

    Gestion des risques juridiques

    Rédaction de contrats clairs, clauses spécifiques RE, protections anti-contournement.

    Limites légales

    RE autorisé pour analyse et interopérabilité ; interdit pour copie/revente non autorisée.

    Chapitre 2 : Chapitre 2 : Approches intégrées de rétro-ingénierie, bioinformatique et modélisation des systèmes biologiques

    Reverse Engineering des Systèmes Biologiques

    Approche de déconstruction biologique

    Décomposition de réseaux métaboliques et voies de signalisation.

    Reconstruction fonctionnelle à partir de données expérimentales.

    Exemples concrets

    Réseaux de réponse au stress oxydatif.

    Mécanismes moléculaires de l'apoptose.

    Bioinformatique et Logiciels Libres en Sciences Biologiques

    2.1. Introduction aux logiciels open-source

    Biopython, RStudio, Galaxy pour bioanalyse.

    Ateliers pratiques

    Annotation génomique libre avec GenomeTools.

    Analyse de séquences de gènes cibles avec FastQC et Clustal Omega.

    Modélisation et Simulation en Biologie

    Outils de simulation libre

    COPASI pour la dynamique des systèmes biochimiques.

    CellDesigner pour modéliser les réseaux de signalisation.

    Mini-projets

    Simulation de la dynamique d'un réseau d'inflammation.

    Optimisation d’une voie métabolique via un modèle dynamique.

    RE des outils génétiques

    Analyse et rétro-ingénierie de plasmides (Benchling, SnapGene Viewer).

    Ingénierie de promoteurs et gènes rapporteurs.

    Atelier : Rétroconception d’une construction génétique optimisée pour une expression bactérienne.

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.
  9. English for Biologists – Advanced
    1 créditsCoefficient 1Volume semestriel: 22h30
    Cours / semaine: 01h30TD / semaine: -TP / semaine: -Autres heures: 5h00

    Évaluation: contrôle continu 40 % · examen 60 %

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    S5
    English for Biologists – Advanced

    Repères

    Connaissances préalables recommandées

    Connaissances de base en anglais

    Objectifs

    Objectifs de l’enseignement

    Cette matière développe les compétences des étudiants en communication écrite et orale en anglais.

    Programme

    Contenu de la matière

    Unité 1 : Règles fondamentales de rédaction des manuscrits scientifiques

    - Vue d’ensemble de la langue des manuscrits scientifiques

    - Temps verbaux

    - Grammaire

    - Phrases

    - Paragraphes

    Unité 2 : Erreurs fréquentes à éviter dans la rédaction d’un manuscrit

    Unité 3 : Soutenance de thèse

    - Qu’est-ce qu’une soutenance de thèse ?

    - Comment commencer sa présentation ?

    - Formuler la problématique et les objectifs de recherche

    - Décrire les méthodes

    - Décrire et discuter les résultats

    - Conclusion et perspectives

    - Travailler les transitions

    - Comment conclure sa présentation ?

    Unité 4 : Après le diplôme, quelle suite ?

    - Définir ses objectifs professionnels

    - Préparer un entretien d’embauche

    - Rédiger son CV

    - Rédiger une lettre de motivation

    - Présenter une candidature à une bourse

    Évaluation

    Mode d’évaluation : Contrôle continu : 40 % ; Examen : 60 %.

    Références

    Références : Livres et polycopiés, sites internet, etc.

    Projet de fin d’études

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Semestre 61 matière
  1. Projet de Fin d’Etudes
    30 créditsCoefficient 17Volume semestriel: 750
    Cours / semaine: 75TD / semaine: 225TP / semaine: 450Autres heures: -

    Évaluation: contrôle continu 50 % · examen 50 %

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    S6
    Projet de Fin d’Etudes

    Repères

    Prérequis techniques et scientifiques

    Les étudiants devraient être capables d'apprendre comment sélectionner et défendre un sujet de leur recherche, comment planifier, exécuter, évaluer et discuter efficacement leurs expériences. Les étudiants devraient être en mesure de démontrer une amélioration considérable dans les domaines suivants :

    Connaissance approfondie du domaine de recherche choisi.

    Capacité à intégrer de manière critique et systématique les connaissances pour identifier les problèmes qui doivent être traités dans le cadre d'une thèse spécifique.

    Compétence dans la conception et la planification de la recherche.

    Capacité à créer, analyser et évaluer de manière critique différentes solutions techniques.

    Capacité à mener des recherches de manière indépendante.

    Aptitude à appliquer des techniques analytiques/méthodes expérimentales.

    Compétences en gestion de projet.

    Compétences en rédaction de rapports.

    Des talents pour la résolution des problèmes.

    Compétences en communication et relations interpersonnelles.

    Objectifs

    Objectifs du projet de fin d’étude

    Les objectifs du projet de fin d’études sont de préparer les étudiants à s'adapter à l'environnement de la recherche et à comprendre comment les projets sont exécutés dans un laboratoire. Il permettra également aux étudiants d'apprendre les aspects pratiques de la Biologie Moléculaire et de former les étudiants à l'art de l'analyse et de la rédaction de thèses.

    Programme

    Démarche méthodologique

    Planification et réalisation d'expériences

    Sur la base de la proposition de projet soumise au semestre précédent, les étudiants devraient être capables de, planifier et de s'engager dans une enquête critique indépendante, un projet de fin d’études en Biotechnologie. Ils devraient être en mesure d'identifier systématiquement la théorie et les concepts pertinents, de les relier aux méthodologies et aux preuves appropriées, d'appliquer les techniques appropriées et de tirer les conclusions appropriées. Les étudiants doivent être en mesure de travailler de manière indépendante et soient capables de comprendre le but de chaque expérience qu'ils réalisent. Ils devraient également être en mesure de comprendre les résultats possibles de chaque expérience.

    Rédaction du manuscrit

    À la fin de leur projet, une thèse doit être écrite donnant tous les détails tels que l'objectif, la méthodologie, les résultats, la discussion et les travaux futurs liés à leur projet. Les étudiants peuvent viser à faire publier leurs résultats de recherche dans une revue à comité de lecture. Si les résultats de la recherche ont des résultats orientés vers l'application, les étudiants peuvent déposer une demande de brevet.

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